动物实验的基本技术操作

动物实验的基本技术操作第一页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/211

动物实验的操作技术方法已成为医学科研和教学工作不可缺少的手段，动物实验方法多种多样，在不同的研究领域有其不同的目的和应用，但是一些基本的操作技术方法是一样的，如动物的抓取、固定、标号、脱毛、麻醉、给药、采集血及尿样、处死、尸检等，对于实验研究者来说无论从事哪一类研究的项目，都会不同程度地应用这些技术，动物实验操作的正确与否，会直接影响实验结果，这是科学实验工作者必须熟练掌握的基本功。

第二页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/212一、实验动物的抓取和固定

1、小鼠的抓取与固定实验时从笼盒将小鼠尾部抓住并提起，放在笼盖(或表面粗糙的物体)上，轻轻向后拉鼠尾，在小鼠向前挣脱时，用左手(熟练者也可用同一只手)拇指和食指抓住两耳和颈部皮肤，无名指、小指和手掌心夹住背部皮肤和尾部，并调整好动物在手中的姿势。这类抓取方法多用于灌胃以及肌肉、腹腔和皮下注射等。

第三页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/213图1-1小鼠的抓取方法第四页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/214图1-2小鼠固定架固定方法第五页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/215

2、大鼠的抓取与固定

大鼠抓取方法基本同小鼠，抓大鼠时若操作者不熟练，或者大鼠特别凶猛，操作者最好戴上防护手套(帆布或硬皮质均可)，如若是灌胃、腹腔注射、肌肉和皮下注射时，可采用与小鼠相同的手法，即拇、食指捏住鼠的耳朵及头颈皮肤，余下三指紧捏住背部皮肤，置于掌心中，调整大鼠在手中的姿势后即可操作。大鼠的尾静脉采血和手术操作就需固定大鼠。麻醉后置于大鼠实验板上(仰卧位)，先用线固定好四肢，然后用棉线将大鼠两上门齿固定于实验板上。如做大鼠尾静脉注射，可将大鼠置于固定器内，使鼠尾留在外面进行操作。

第六页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/216图1-3大鼠的抓取方法第七页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/217图1-4固定板固定大鼠第八页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/218

3、豚鼠的抓取与固定豚鼠性情温和，胆小易惊，一般不易伤人，抓取时，先用手掌扣住豚鼠背部，抓住其肩胛上方，拇、食指环握颈部，另一只手托住臀部。如果在实验时豚鼠频繁挣扎，不宜采用此方法，因为操作者的拇、食指会随动物的挣扎越抓越紧而引起豚鼠窒息。另外，有时可用纱布将豚鼠头部轻轻盖住，操作人员轻扶住其背部或者让其头部钻到实验人员的臂下，然后进行实验操作。第九页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/219图1-5豚鼠的抓取方法第十页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2110

4、家兔、猫的抓取与固定抓取家兔时，轻轻打开兔笼门，勿使兔受惊，然后将手伸入笼内，从兔头前部把两耳轻轻压于手掌内，兔便卧伏不动，此时将颈背部的被毛和皮肤一起抓住提起，再以另一手托住臀部，使兔身的重量大部分落在该手掌上。家兔的固定方法可根据需要而采用：①盒式固定，常用作兔耳血管注射、采血或观察兔耳血管变化，兔脑内接种等操作固定；②台式固定，常用作兔静脉采血或测量血压、呼吸等实验和技术操作时的固定；③架式固定，常用于作热原试验时固定。

猫的抓取方法、固定方法基本同家兔。

第十一页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2111图1-6家兔的抓取方法图1-8马蹄形兔头固定法图1-7筒形兔头固定器第十二页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2112图1-9固定台固定兔方法第十三页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2113

5、犬的抓取与固定

经过驯服的犬抓取是很方便的，而未经驯服的犬抓取时，要用特制的钳式长柄犬夹夹住颈部，使犬头向上，颈部拉直，再套上犬链。急性实验用犬，可用犬夹夹住犬颈部后,将它压倒在地，由助手将其四肢固定好。实验需要麻醉时，把麻醉完善后的犬固定在手术台或实验台上，固定的姿势，依手术或实验的种类而定。一般采用仰卧位或俯卧位，前者便于进行颈、胸、腹、股等部位的实验，后者便于进行背、脑、脊髓实验。用犬头固定器固定犬头。

第十四页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2114图1-10犬嘴的捆绑方法第十五页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2115

抓取猪时，一人从背后紧抓猪的两耳将其提起，使其臀部着地，两腿膝部合拢将其躯干夹住。

实验中如需分离猪股静脉取血、注射或输液时，或要在猪腹部或颈部操作时，可将猪仰放在“v字型槽内进行固定，也可用木制三角固定架和帆布吊兜来固定小型猪。

6、猪的抓取固定方法第十六页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2116图1-11猪的三角架固定图1-12猪的固定带悬吊固定图1-13猪固定带第十七页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2117二、实验动物的编号、标记、

分组和去毛方法

（一）编号和标记方法在动物实验中，为了使实验动物个体间或组间区别开来，便于对每个实验动物的反应情况进行观察，必须对实验动物进行编号、标记。标记的方法很多，但基本原则是：

号码清楚、耐久、简便、易认和适用。下面介绍几种常见标记方法：第十八页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2118

染色法是用化学剂在动物身体明显部位如被毛、四肢等处进行涂染，或用不同颜色等来区别各组动物，是实验室最常用、最容易掌握的方法。常用的标记溶液有：①3％-5％苦味酸溶液（黄色）；②0.5％中性红或品红溶液（红色）；③2％硝酸银溶液，(咖啡色，涂后需光照10min)；④煤焦油酒精溶液（黑色）；⑤龙胆紫溶液（紫色）。

1.临时性标记

1）染色法

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标记时，用标记笔蘸取上述溶液，在动物体表不同部位涂上斑点，以示不同号码。编号的原则是：先左后右，从前到后。一般把涂在左前肢上的记为1号，左侧腹部为2号，左后肢为3号，头顶部为4号，腰背部为5号，尾基部为6号，右前肢为7号，右侧腰部为8号，右后肢为9号。若动物编号超过10或更大数字时，可使用上述两种不同颜色的溶液，即把一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数。这种交互使用可编到99号。例如把红色的记为十位数，黄色记为个位数，那么右后腿黄斑，头顶红斑，则表示是49号鼠，以此类推。

第二十页，共九十四页，2022年，8月28日图2-1小鼠和大鼠标号图式第二十一页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2121

染色法多用于实验周期较短，动物数量不多的情况。这种方法标号简单，动物无疼痛和损伤，但由于动物之间互相摩擦、舔毛，尿、水浸渍被毛或脱毛，或因日久颜色自行消退等原因，不宜用于长期的实验。此法主要用于大、小鼠、豚鼠和白色家兔。

2）涂漆或贴胶布

用油漆在动物角或体表涂漆进行标记，或用胶布贴在动物腿或翅上进行标记，也都是效果较好的临时性标记方法。

第二十二页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2122

2.半永久性标记

1)挂牌法

挂牌法可用来标记多种动物，并多数将塑料、铝或钢片制成的牌固定在实验动物耳朵内侧面上作为标记。一般用于兔、豚鼠标记。犬、猴、猫等动物有时可挂在颈部或笼箱或链条上。

2)戴项圈法

先将号码冲压在圆形或方形铝或不锈钢制作的金属牌上，长期使用不生锈。然后，将标有号码的金属薄片固定在拴动物的皮带圈上，将此圈固定在动物颈部。

第二十三页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/21233.永久性标记

1．烙印法

烙印法是用刺号钳或烧红的铁烙将号码烙压在动物无体毛或明显部位，如耳、面鼻部和四肢部位等。然后用以酒精为溶剂的染料涂布。此类方法应注意烙号部位的污染和预防感染。

2．打耳孔法

打耳孔法是专用于动物编号而直接在动物耳朵上打孔或打成缺口编号的方法，用剪刀将耳缘剪缺口也可代替此方法。由打孔的位置和孔的数量来标记。打孔法应注意防止孔口愈合，可使用滑石粉涂抹在打孔局部。

第二十四页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2124图2-2打耳孔标记法第二十五页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/21253．针刺法

人工针刺号常用于兔的标记，先用手拔去兔耳的被毛，人工针刺号码，刺后涂以酒精黑墨即可。目前有市售的兔用打号器，原理与此相同，附带有不同数字和符号的针刺字号。可根据需要选用。字号安装在打号器上打号后，用黑墨涂在打号局部，数天后黑墨浸入皮下，显示出蓝黑色字号。

一般来说，小型动物适宜用打耳孔法和染色法，中型动物适用挂牌法、针刺法和烙印法。

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（二）实验动物被毛的去除方法

动物被毛常影响实验操作和结果的观察，因此实验中常需去除或剪短动物的被毛。方法有四种：

1．剪毛法动物急性实验中常用此法。

2．拔毛法兔耳缘静脉注射或取血时以及给大、小白鼠作尾静脉注射时常用此法（液体石蜡,凡士林）

3．剃毛法大动物作慢性手术时常用此法。

4．脱毛法一般大动物作无菌手术的术野准备或观察动物皮肤血液循环和病理变化时常采用此法。

第二十七页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2127常用的脱毛剂配方：

①硫化钠3g、肥皂粉1g，淀粉7g，加水适量调成糊状；

②硫化钠8g、淀粉7g、糖4g、甘油5g、硼砂1g，加水75ml，调成稀糊状；

③硫化钠8g、溶于100ml水中；以上脱毛剂配方适用于家兔、大、小白鼠等小动物的脱毛。

④硫化钠l0g、生石灰15g，溶于100ml水内，此配方适用于犬等大动物的脱毛。

第二十八页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2128三、实验动物的麻醉方法

在一些动物实验，特别是手术等实验，为了实验的顺利进行，减少动物的挣扎和保持安静，便于操作，常对动物采用必要的麻醉。此外，从人道主义角度，麻醉也是动物保护所必须采取的措施。由于动物种属间的差异等情况，所采用的麻醉方法和选用麻醉剂亦有不同。

第二十九页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2129（一）动物麻醉前的准备与处理

1．麻醉前的准备

①实验前动物禁食，一般在麻醉前12h禁食较好；②大动物(犬、羊、猪、猴)实验前，必要时可给予一定量的安定剂和阿托品类药物，以减轻动物的过度紧张和减少唾液的分泌，利于气管插管的操作；③需要时，在试验的部位进行备皮等。

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2．麻醉方法的选择

(1)动物种类与麻醉方法的选择：动物的种类不同，选择麻醉方法也不尽相同，比如鼠类动物一般都选择腹腔麻醉、吸入性麻醉；而兔、犬、羊、猴等都比较适合静脉麻醉。

(2)实验类型与麻醉方法的选择：实验时间短，就可以考虑给予吸入性麻醉或短效静脉麻醉等。如果实验时间较长，就要选择麻醉药物和麻醉方法都比较长的办法。如果实验时间很长，选择静脉输液连续麻醉比选择肌肉和腹腔注射麻醉更好。因为静脉麻醉可以根据实验时间的长短继续给药，延长麻醉时间。第三十一页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2131（二）常用的麻醉剂

动物实验中常用的麻醉剂分为三类，即挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂和中药麻醉剂。

1.挥发性麻醉剂

这类麻药包括乙醚、氯仿等。乙醚是常用的吸入麻醉剂，乙醚挥发性很强，有特殊的气味，为易燃品，适用于各种动物(鸡除外)，乙醚的作用是抑制中枢神经系统。第三十二页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2132

乙醚的特点是安全范围大，肌肉能完全松弛，对肝和肾的毒性较小，麻醉的诱导期和苏醒较短，动物麻醉深度容易掌握，而且麻醉后苏醒较快。其副作用是对呼吸道和结膜刺激性强，胃肠道反应强，局部刺激作用大，可引起上呼吸道粘膜液体分泌增多，易发生呼吸道阻塞，使用时应小心。

第三十三页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/21332.非挥发性麻醉剂

这类麻醉剂种类较多，分为全身麻醉剂和局部麻醉剂。全身麻醉剂包括苯巴比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠等巴比妥类的衍生物，氨基甲酸乙酯和水合氯醛。这些麻醉剂使用方便，一次给药可维持较长的麻醉时间，麻醉过程较平稳，动物无明显挣扎现象。但缺点是苏醒较慢。

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1）全身麻醉剂

(1)戊巴比妥钠：为中效巴比妥类药物。戊巴比妥钠是最常用的麻醉剂，有兽用、人兽共用的产品，使用时应注意药品质量。

(2)硫喷妥钠：

硫喷妥钠为超速效巴比妥类药物，为淡黄色粉末，有硫臭，易吸水，装在安瓿中保存。其水溶液不稳定，故必须临时配制，常配浓度为1％～5％，在4℃冰箱中保存，在室温中则只能保存24h。该药麻醉诱导和苏醒时间短，一次用药仅可维持数分钟。因此，一般用作为诱导麻醉或基础麻醉。其副作用：对呼吸系统有明显的抑制作用，不宜与吗啡合用。

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(3)氯胺酮：为中效巴比妥类药物，常用其盐酸盐。静脉或肌肉给药后起效快，但维持时间较短，一般仅10～20min。为了延长时间，可重复给药。其副作用是心率加快，血压升高，有时还可引起动物呕吐等。

(4)水合氯醛：

此药为无色透明棱柱状结晶，有穿透性的臭气及腐蚀性苦味。其溶解度较小，常配浓度为5％-10％。配制后的溶液易沉淀，用时先在水浴锅中适量加热，促其溶解。作用特点与巴比妥类药物相似，是一种安全有效的镇静催眠药，能起到全身麻醉作用，其麻醉量与中毒量很接近，故安全范围小，使用时应注意。其副作用为对皮肤和粘膜有较强的刺激作用。第三十六页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2136

(5)氨基甲酸乙酯(乌拉坦)：此药是比较温和的麻醉药，安全度大。多数实验动物都可使用，更适用于小动物。一般用作基础麻醉，如实验全部过程都用此药麻醉时，动物保温尤为重要。使用时常配成20％-25％水溶液。犬、猫、兔直肠灌注1.5g／kg体重；皮下、静脉、腹腔注射0.75-1g／kg体重。当与水合氯醛按1∶1比例合并麻醉时，效果更好。但在作静脉注射时必须溶在生理盐水中，配成5％或10％的溶液，即每kg体重注射10-20ml。蛙类：2g／kg体重，由背部淋巴囊注射。鸟类：1.25g／kg体重，由肌肉注入。鼠：1.5-2g／kg体重，由腹腔注射。第三十七页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2137

(6)异戊巴比妥钠：常配成5％～10％的水溶液，作用和戊巴比妥钠相似。使用剂量和方法：犬、猫、兔腹腔和肌肉注射80-100mg／kg体重；静脉注射40-50mg／kg体重；直肠灌注100mg／kg体重。鼠：腹腔注射100mg／kg体重。第三十八页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2138

2）局部麻醉剂

(1)普鲁卡因：

为对氨苯甲酸酯，是无刺激性的快速局部麻醉药。皮下注射后1-3min内产生麻醉，可维持30-45min。它可使血管轻度舒张，易被吸收入血而失去药效。在溶液中加入少量肾上腺素(每100ml加入0.1％肾上腺素0.2-0.5ml)能使局麻醉时间延长至1-2h。常用1％-2％盐酸普鲁卡因溶液阻断神经纤维传导，剂量应根据手术范围和麻醉深度而定，其副作用：在大量药物被吸收后，表现出中枢神经系统先兴奋后抑制。此作用可用巴比妥类药物预防。

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(2)利多卡因：常用于表面、浸润、传导麻醉和硬脊膜外腔麻醉。利多卡因的化学结构与普鲁卡因不同，其作用效力和穿透力均比普鲁卡因强两倍，作用时间也较长。阻断神经纤维传导及粘膜表面麻醉浓度为1％～2％。通常用0.5％～1％的浓度。

(3)的卡因：的卡因的化学结构与普鲁卡因相似，能穿透粘膜，作用迅速，1-3min生效，持续60-90min。其局麻作用比普鲁卡因强10倍，吸收后的毒性作用也相应加强，

第四十页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2140

3.中药麻醉剂

动物实验时有时也用到象洋金花和氢溴酸东莨菪碱等中药麻醉剂，但由于其作用不够稳定，而且常需加佐剂麻醉效果才能理想，故在使用过程中不能得到普及，因而，多数实验室不选用这类麻醉剂进行麻醉。（三）常用麻醉药物的用法与用量常用实验动物全身麻醉药的用法与用量见下表。第四十一页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2141常用麻醉药的用法与用量麻醉药名适用动物给药途径剂量(mg/kg)常配浓度(%)用药量(ml/kg)麻醉维持时间

戊巴比犬,猫,兔静脉3031.02~4h,中途加

妥钠腹腔40~5031.4~1.71/5量，可多豚鼠腹腔40~5022.0~2.5维持1h以上大小鼠腹腔4522.3

鸟类肌肉50~10022.5~5.0

氨基甲犬,猫,兔腹腔,静脉750~1000253~42~4h,主要适

酸乙酯豚鼠肌肉1350207.0用于小动物。(乌拉坦)

大,小鼠肌肉1350207.0有时可降低血鸟类肌肉1250206.3压蛙类皮下淋巴囊2000mg/kg202~3ml/只或400~600mg/只

异戊犬,猫,兔静脉40~5050.8~1.0

巴比妥肌肉,腹腔80~100100.8~1.0

鼠类直肠100101.04-6h

腹腔100101.0硫喷妥钠犬,猫,兔静脉,腹腔25~5021.3~2.515~30分,效力大白鼠静脉,腹腔50~10015.0~10强,宜慢注射

氯仿各种动物吸入*实验过程中一直要吸入麻醉药维持，毒性大

乙醚各种动物气管内插管吸入*实验中一直要吸入麻醉药维持第四十二页，共九十四页，2022年，8月28日（四）麻醉深度的判定和麻醉后动物护理

麻醉深度常用判定指标

轻度麻醉

中度麻醉（最佳麻醉）

深度麻醉呼吸表现不规则，由痛反射

规则的胸腹式呼吸,呼吸腹式呼吸,换气量可致呼吸数↑数、换气量↓明显↓循环表现心率↓，血压↓血压、心率一定

心率↓，血压↓由痛反射可致心率↑眼的表现有眼球运动,眼睑,对光眼球置中央或靠近中央,眼睑对光,角膜反射反射眼球向内下方,瞳眼睑反射迟钝,对光反射消失瞳孔散大,角膜孔收缩,结膜露出,流泪

亦迟钝，瞳孔稍开大干燥口腔反射

尚有咽下、喉头反射

无

无肌松弛

有

腹肌明显

腹肌异常运动其他表现

流涎、出汗，分泌多，内脏牵引引起的迷走神排便、排尿经反射，收缩反射消失

第四十三页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2143四、实验动物的给药方法

在动物实验中，需将药物通过一定的途径给入到动物体内，才能观察实验动物对药物的反应。给药的途径和方法是多种多样的，可以根据实验目的，实验动物种类、敏感途径和药物类型等情况而定。

第四十四页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2144（一）皮内注射法

兔、豚鼠和大鼠的皮内注射部位均为背部脊柱两侧的皮肤。注射前一天，将动物被毛用脱毛法脱净。注射时，皮内注射针头的孔朝上与皮肤平行刺入皮内(表皮与真皮之间)，然后推液。表皮与真皮之间结构致密，当溶液注入皮内时，可见到皮肤表面马上会鼓起一小鼓泡，形成皮丘(白色、橘皮样)，同时因注射部位局部皮肤缺血呈苍白色，皮肤上的毛孔极为明显。此小泡如不很快消失，则证明注射液确实注入皮内，若很快消失，就可能注在皮下，应重换部位注射。

注射量：小鼠最多不得超过0.05ml；豚鼠、大鼠、兔一般为0.1ml。第四十五页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2145（二）皮下注射法

注射针头进入皮下(真皮下)，若针头能自由拨动无牵阻，注入注射液后形成小泡，则皮下无误。由于皮下组织较松，注射液很快扩散，一定时间小泡可消失。皮下注射进针方法：

①通过腹中线，进入对侧皮下注射，因腹中线皮肤致密，较紧，注射液不易随针头拔出时由针孔逸出，注射完毕可明显见到注射后形成的小包到腹中线即阻住。

②通过后腿肌肉进入皮下注射法：此法小鼠常用。将针头由鼠蹊部刺入大腿肌肉内平行上翘至皮下，然后推液。此法注射液也不易渗出。

第四十六页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2146

（三）腹腔注射法

注射液注入腹腔内即扩散。此法注射液也不易渗出。①通过腹中线，先至对侧皮下，然后慢慢刺入腹腔，不得过深，使针头紧靠腹壁，避免刺伤内脏，然后推液。②由会阴处通过腹最下端肌肉刺入后进入腹腔，此法小鼠常用，注射液不易逸出。

注射量：小鼠一般为0.5～1ml，豚鼠、兔一般为5m1。第四十七页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/21474--14--2第四十八页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2148（四）肌肉注射法

肌肉注射较皮下和腹腔注射用得少，但当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。肌肉注射部位一般采用臀部。注射时，将臀部注射部位被毛剪去(小动物可不剪毛)。注射器连6号半针头，由皮肤表面垂直刺入肌肉，回抽一下无回血，即可注射。一般犬等大动物均采用此法。给小鼠、大鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5号半针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。

第四十九页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2149（五）静脉注射法

1．小鼠、大鼠尾静脉注射方法

将鼠装入固定架内，使鼠尾外露。用酒精棉球擦拭尾巴，可见到两侧静脉，注射前应确认注射针筒内无气泡，针头由尾尖端开始，顺血管方向刺入。当针头进入静脉有滑润感，试推液体顺利无阻，则证明正确刺入静脉内，应把针头和鼠尾一起固定好，不要晃动，缓缓推液。如果针芯推不动，尾部膨胀发白，拔出针头时无血流出，说明针头没有刺入静脉内；或拔出针头时有血流出，而尾部膨胀发白，针芯推不动，则说明针头刺穿静脉又进入皮下，均应重新注射。注射量：一般为0.5ml为宜。

第五十页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2150图4-3小鼠、大鼠尾静脉注射方法

第五十一页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/21512．兔耳静脉注射方法

将兔置固定盒内或由助手固定好动物，操作者将注射部位的毛拔去并用酒精棉轻轻擦拭耳部外缘，静脉即明显可见。先由耳尖部静脉注射，若失败，再逐步向耳根移动重新注射。注射完毕抽出针头时，应压迫针孔，避免出血。

3．豚鼠静脉注射方法

①腿部静脉注射：由助手抓握固定好动物，操作者左手握住后腿，右手用手术弯剪，在后小腿根部水平方向剪一缺口，揭起皮肤，静脉外露，即可进行注射；②趾间静脉注射：以酒精棉轻擦豚鼠脚趾，使趾间静脉显露，即可进行注射。第五十二页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2152图4-5兔耳静脉注射方法

图4-4家兔耳部血管分布第五十三页，共九十四页，2022年，8月28日

图4-6犬后肢外侧小隐静脉注射方法

图4-7犬后肢外侧小隐静脉血管走行图4-8犬前肢内侧皮下头静脉注射方法

第五十四页，共九十四页，2022年，8月28日（六）胃内灌注法

1．大鼠与小鼠的胃内灌注法

用左手拇指和食指抓住鼠两耳和头部皮肤，其他3指抓住背部皮肤，将鼠握持在左手掌内，大鼠用左手拇指和食指固定头部和一侧前肢，中指和无名指固定另一肢，小鼠用拇指和食指固定头部，中指固定一侧前肢，无名指和小指固定住一侧后肢。使动物腹部朝上，头部向上有一个倾斜度。固定好动物后，右手持注射器，使灌胃针头沿着鼠嘴侧角通过食管进入胃内，即可灌注，如很通畅，则说明针头确已进入胃内；如果不通畅，动物挣扎或者发生呕吐，则表示针头没有进入胃内，应将针头拔出重操作。

第五十五页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2155图4-9小鼠灌胃方法图4-10大鼠灌胃方法第五十六页，共九十四页，2022年，8月28日2．兔与猫的胃内灌注法

助手将动物固定好，用开口器放人上下腭之间，动物即咬住开口器。实验者用左手抓住动物嘴部，固定好开口器，然后用右手取适宜粗细的导管，由开口器中央小孔处插入，导管经口沿颌后壁慢慢送入食管内再进入胃内。导管插入时动作要轻、慢，防止插入气管。插入后，可用一根动物毛在导管口外试一下，观看动物呼吸时，毛有没有摆动现象，如果没有，即说明导管插入正确。即可在导管口处连接注射器，慢慢将药液推灌入胃。

第五十七页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2157图4-11兔的灌胃方法

图4-12兔、猫灌胃用张口器与灌胃管第五十八页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/21583．犬的胃内灌注法

将犬固定好，用纱带绑住犬嘴，左手握住犬嘴部，右手持灌胃管，用温水湿润胃管后用右手中指将犬右侧的嘴角轻轻翻开，摸到最后一对大臼齿，齿后有一空隙，中指固定在这空隙处，然后用右手拇指和食指将灌胃管插入此空隙，并经口顺食管方向送人胃内。如果胃管送入顺利，则将胃管送入约20cm时，即可进入胃内，不必继续往里插送。先用装有温水的注射器由灌胃管口试灌注一些，如果水不从犬嘴流出，灌注很通畅，说明进入胃内，即可将药液用注射器由灌胃口慢慢灌注入胃。一次灌液量不能超过200ml。第五十九页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2159图4-13犬的灌胃方法第六十页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2160五、实验动物各种体液的采集方法

实验动物需要采集各种体液有血液、淋巴液、消化液、脑脊髓液、尿液、精液、阴道内液体等。下面是几种主要体液的采集方法。

（一）血液采集

1.大、小鼠的采血方法

1）鼠尾静脉采血法

将鼠置于固定盒内，固定好，露出鼠尾用手轻揉或用温水(45℃左右)加温，也可用二甲苯涂擦鼠尾，使尾静脉充血后，用剪刀剪去尾尖，尾静脉血即可流出，用手轻轻的从尾根部向尾尖部推挤，即可收集到少量血液。第六十一页，共九十四页，2022年，8月28日

实验时如果需要间隔一定时间，反复采集少量血液，则每次采血时,可将鼠尾剪去一小段；取血后，用棉球压迫止血，并用液体火棉胶涂于伤口处保护伤口。也可采用切割尾静脉取血,其方法是用锋利刀片在尾静脉上切开一小口，每次取少量血液，两侧尾静脉可交替切割。切割后用棉球压迫止血，伤口短时间内即可结痂痊愈。这种方法比较适合大鼠的采集血液。第六十二页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2162

2）眼眶动脉和静脉采血法

用左手抓住鼠，拇指和食指将鼠头部皮肤捏紧，使鼠眼球突出。右手取一弯小镊子在鼠右侧眼球根部将眼球摘去，并立即将鼠倒置，头朝下，此时眼眶内动、静脉很快流血，将血滴入预先加有抗凝剂的玻璃器皿内，直至动、静脉不再流血为止。此种采血法在采血过程中动物没有死，心脏跳动在继续，因此采集到的血量比其他方法要多，若实验时需多量血液，此种方法最好。

第六十三页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/21633）后眼眶静脉丛采血法

取血时，徒手抓取动物，即左手从背部抓住动物，用左手的拇指和食指、中指握住动物颈部，利用对颈部所加的轻压力，使头部静脉淤血，在突出的眼球旁分辨出后眼眶静脉。

穿刺部位是在眼球和眼眶后界之间的后眼眶静脉丛。用10％可卡因局部麻醉，右手持消毒过的毛细吸管吸取抗凝剂湿润其内壁，从内侧眼角将吸管转向前，并轻压刺入Tenon筋膜，然后由鼻侧眼眶平行地对喉头方向推进，深约4-5mm，到达后眼眶静脉丛，血液自然进入吸管内。采集到所需要的血液量后，即除去加于颈部的压力，同时抽出毛细吸管。

此种采血方法可以采集较多量的血液，动物休息数分钟后，可继续在同一穿刺孔重复采集血液。第六十四页，共九十四页，2022年，8月28日图5-1鼠尾静脉采血法图5-2大鼠后眼眶静脉丛采血法

第六十五页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2165

4）心脏采血法

固定板法：将鼠仰卧固定在固定板上，左侧心区部位剪毛，碘酒、酒精消毒。左手在鼠左侧3-4肋间摸到心搏，或手持装有小号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针头正确刺入心脏，血液依靠心搏的力量自然进入注射器，即可采集血液。

徒手法：在熟练情况下，一人徒手即可采血，即左手拇指和食指握住颈部，小拇指压住鼠尾使之仰卧在左手心内，右手持注射器在左心区经消毒处理的部位，心搏最强处刺入心脏，即可采集血液，此法最适合小白鼠的心脏采血。

第六十六页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2166图5-3小鼠心内取血方法第六十七页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2167

5）断头采血法

操作者左手拇指和食指握住大、小白鼠颈部，头部朝下，用利剪在鼠颈头间1／2处剪断，提起动物，将血液滴入放有抗凝剂的容器内。小鼠可采血1ml左右，大鼠可采血10ml左右。

第六十八页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/21682.豚鼠的采血方法

1）心腔穿刺采血法

将豚鼠仰卧固定于小手术台上，左侧心区部的剪毛、消毒。触摸心跳最明显处进针穿刺。进针角度与胸部垂直，当针头接近心脏时，就会感到心脏的跳动，再向里穿刺就可进人心室。将注射器抽成负压，血不断地自动流入注射器内。采血时动作要迅速，缩短留针时间，以防血凝。隔周可重复进行心腔穿刺采血，此法也适用于兔。

2）耳缘剪口采血法

消毒耳缘后，用二甲苯反复擦拭使血管充分充盈，然后用刀片割破耳缘血管，血液会从血管中流出，此法采血0.5m1左右。

第六十九页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/21693.兔的采血法

1）耳(中央)动脉采血法

将兔置于固定器内固定好，用手轻揉或用加热的方法使兔耳充血，可发现在其中央有一条较粗、颜色较鲜红的血管，即为耳中央动脉，左手固定兔耳，右手持注射器在中央动脉末端，使针头沿动脉平行方向穿刺入动脉，血液即可进入注射器内。取血后作压迫止血。

另一方法是：待耳中央动脉充血后，在靠耳尖中央动脉分支处，用锋利的手术刀片轻轻切一小口，血液就会从切破的血管中流出，立即取加有抗凝剂的容器在血管破口处采血，然后压迫止血。

第七十页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2170

2）兔耳缘静脉采血法

将动物固定好后，用手轻揉动物耳缘，待耳缘静脉充血后，在靠耳尖部的静脉处，用针头刺破静脉，血液即可流出，也可用5号半针头沿耳缘静脉远端(末梢)刺入血管，抽取血液，取血后压迫止血。一次可采血5-10ml。此法也适用于豚鼠，

第七十一页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2171图5-4兔耳中央动脉取血方法图5-5兔耳缘静脉取血方法第七十二页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2172

3）兔颈动(静)脉采血法

首先做颈动(静)脉分离手术。采血前将动物麻醉固定后，暴露颈部皮肤，按局部无菌法要求做颈侧皮肤切开，分离出颈动(静)脉。根据所需血量可用连有6号针头的注射器，与血管平行方向向心端将刺入血管即可见到动脉血流入注射器，也可在动脉上作一切口；用细橡皮管把血液引流到试管里。动脉采血时要注意止血，可用纱布或动脉夹止血。从颈静脉采血时，将注射器针头由近心端沿血管平行方向刺入，使注射针头一直引深至颈静脉分叉处，即可取血。取血后压迫止血。

第七十三页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/21734.犬和猫的采血法

1）前、后肢皮下静脉采血法

此种方法主要是前肢的桡侧皮静脉和后肢外侧的隐静脉为采血部位。桡侧皮静脉位于前肢前部，在下1／3处向内侧走行，犬可侧卧或站立固定，助手从犬的后侧握住肘部。使皮肤向上牵拉和静脉怒张，也可用橡皮条结扎使静脉怒张。操作者位于犬的前面，注射器针头由前腕的上1／3处刺入静脉，直接抽取血液。抽时速度要稍慢，速度快针口容易吸着血管内壁，血液不能进入注射器。抽血液时应解除静脉加压的手或橡皮管；采血后注意止血。

第七十四页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2174

2）股动脉采血

本法为采集犬动脉血最常用的方法。操作也较简便。稍加训练的犬，在清醒状态下将犬卧位固定于犬解剖台上。伸展后肢向外伸直，暴露腹股沟三角动脉搏动的部位，剪去毛。用碘酒、酒精消毒。左手中指、食指探摸股动脉跳动部位，并固定好血管，右手取连有5号半针头的注射器，针头由动脉跳动处直接刺入血管，若刺入动脉一般可见鲜红血液流入注射器，有时还需微微转动一下针头或上下移动一下针头，方见鲜血流入。有时往往刺入静脉，必须重抽之，待抽血完毕，迅速拔出针，用干药棉压迫止血2-3min。第七十五页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2175

3）心脏采血

本法最好在麻醉下进行，驯服的犬不麻醉也行。将犬固定在手术台上，前肢向背侧方向固定，暴露胸部，将左侧第3～5肋间的被毛剪去，用碘酒、酒精消毒皮肤。采血者用左手触摸左侧3～5肋间处，选择心跳最明显处穿刺。一般选择背侧方向垂直刺入心脏。采血者取连有6号半针头的注射器，由上述部位进针，并向动物胸骨左缘外1cm第4肋间处。可随针接触心跳的感觉，随时调整刺入方向和深度，摆动的角度尽量小，避免损伤心肌过重，或造成胸腔大出血。当针头正确刺入心脏时，血即可进入注射器，可抽取多量血液。

第七十六页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2176

4）颈静脉采血法

将犬麻醉后固定，取侧卧位，剪去颈部被毛，用碘酒、酒精消毒皮肤。将犬颈部拉直，头尽量后仰。用左手拇指压住颈静脉入胸部的皮肤，使颈静脉怒张，右手持注射器，针头沿血管平行方向向心端刺入血管。采血后注意止血。采用这种方法可取较多量的血。

5）耳缘静脉采血法

将犬在采血台上固定，剪去耳尖部短毛，即可见到耳缘静脉。揉擦耳朵待静脉充血后，皮肤涂少许凡士林，在靠耳尖部的静脉丛，用针头刺破静脉，血液即可流出，或持注射器用针头刺入耳静脉抽取血液。

第七十七页，共九十四页，2022年，8月28日图5-7犬颈静脉取血方法图5-8犬股动脉取血方法第七十八页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2178不同动物采血部位与血量的关系

采血量采血部位动物

少量尾静脉大鼠、小鼠耳静脉兔、犬、猫、猪、山羊、绵羊眼底静脉丛兔、大鼠、小鼠舌下静脉犬腹壁静脉青蛙、蟾蜍冠、脚蹼皮下静脉鸡、鸭、鹅

中量前或后肢皮下静脉犬、猴、猫耳中央动脉兔颈静脉犬、猫、兔心脏豚鼠、大鼠、小鼠断头大鼠、小鼠翼下静脉鸡、鸭、鹅、鸽颈动脉鸡、鸭、鹅、鸽

大量股动脉颈动脉犬、猫、猴、兔心脏犬、猴、猫、兔、大鼠、小鼠颈静脉马、牛、山羊、绵羊摘眼球大鼠、小鼠第七十九页，共九十四页，2022年，8月28日（二）消化液采集

1．胃液

将灌胃管按胃内注入方法进行胃液采集，其方法是灌胃管由动物口内正确插入食管再进入胃内，胃液可自行流出，也可在灌胃管的出口端连接注射器，轻轻抽取，采集胃液，这种方法最适用于犬等大的实验动物。

2．胰液

将实验动物（犬）的十二指肠及与十二指肠连接的胰腺取出，并把胰腺向上翻过来，仔细分离到胰大管或胰小管。一般从胰大管采集胰液，在胰大管上插入适当粗细的塑料管，就可采集到胰液。

第八十页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2180

3．胆汁

一般采取手术收集。将实验动物腹部剃毛消毒后，沿腹中线在剑突和脐之间作一切口，由于胆囊位置隐藏在肝的右外侧叶和中央叶之间，应将肝的右、中叶向外侧推开，使胆囊完全暴露，然后分离输胆总管。由输胆总管向胆囊方向插入一根细塑料管，轻轻压迫胆囊，胆汁就会自然流出。也可做胆囊瘘管，这样就可以长期的采集胆汁。

第八十一页，共九十四页，2022年，8月28日2023/1/2181

4．肠液和腹腔液

(1)肠液采集方法：采用无菌手术，在实验动物的小肠上作造瘘手术，把肠瘘管缝到腹壁肌上，瘘管口伸出到动物腹部的皮肤外面。待伤口愈合后，即可从肠瘘管中采集肠液。

(2)腹腔液采集方法：小实验动物无菌腹腔细胞的采集(ChambersTR法)可用输入无菌盐水再回收腹腔无菌液方法采集，用该法可采集80％～90％的腹腔液。采集方法为：

第八十二页，共九十四页，2022年，8月28日①动物麻醉后腹部剃毛消毒皮肤，用消毒巾擦干；②用无菌血管钳小心提起皮肤，用注射器刺入腹腔下部，分别从三个方向注入无菌盐水或培养液；③将动物从颈部提起，如兔在兔固定架上则可以竖起在颈部用纱布条保护系好；④用无菌血管钳将针头夹住,拔去注射器,无菌盐水洗液由针头流出到消毒容器内。

第八十三页，共九十四页，2022年，8月28日2