肾纤维化模型研究进展

1、肾纤维化模型研究进展肾纤维化是各种形式肾脏病发展的最终共同途径，其结果是肾脏功能进行性不可逆转的损害，给人类健康带来巨大威胁。肾纤维化类型多种多样，不同的致肾脏损害因素，均可导致肾纤维化。因此，建立好的肾纤维化模型对于研究肾纤维化的发病机制、预防和治疗、延缓肾纤维化的措施均有十分重要的意义。动物实验证实，肾纤维化与炎性细胞的侵润、成纤维细胞分化/增殖、细胞外基质蛋白的沉积和肾小管萎缩有关1。肾纤维化的发生机制是一个非常复杂的慢性病理过程，很多细胞介质和生长因子都直接或间接参与了这一过程。目前的研究主要集中于以下 3 个方面: 细胞生长因子的作用，主要包括促纤维化的转化生长因子( TGF)、成纤

2、维细胞生长因子( FGF) 、血管紧张素( Ang ) 和起保护作用的肝细胞生长因子( HGF);肾小管上皮细胞 肌成纤维细胞转分 TEMT or EMT) 过程的作用，包括表达平滑肌肌动蛋白(SMA) 的肌成纤维细胞、细胞外基质成分如胶原( 、) 、纤维连接蛋白( FN) 等; 信号转导通路的作用，包括 Smad 依赖性信号转导通路( 主要是Smad2、Smad3 和起负调节作用的Smad7) 和非TGF依赖的 Smad 信号转导通路( 如 ERK/P38MAPK) 。1 单侧输尿管结扎(UUO)导致的肾纤维化模型大鼠UUO模型的制作方法：大鼠氯胺酮麻醉后取右侧卧位，局部剃毛，常规消毒铺孔巾

3、，选择左侧背部肋下约0.5cm为切口，依次切开皮肤至腹膜后，游离肾脏及输尿管，将左侧输尿管用组织钳托起取中段部位，用止血钳夹住，在管两端各用丝线结扎后剪断输尿管，然后连续缝合皮肤。UUO的特点是：进行性小管萎缩及间质纤维化。小管和间质细胞增生，肾实质巨噬细胞、单核细胞浸润,这些改变最终导致小管间质纤维化和小管萎缩2，肾实质被纤维组织取代，而肾小球相对不受影响，不会产生高血压或脂代谢异常3。对UUO肾脏进行组织学观察，UUO术后3天，可以看到梗阻肾发生间质纤维化损害，表现为成肌纤维细胞激活，纤连蛋白过表达，间质基质沉积，一直持续到14天(观察期结束)4。50%-60%的小鼠UUO模型最终的纤维化

4、依赖于血管紧张素原基因的表达，从而在肾间质中ANG-浓度显著高于血浆浓度。大鼠UUO是研究肾间质病变较好的动物模型，其方法简便，病变均一，有较好的重复性。UUO已成为一种研究肾纤维化机制的重要模型，是评价改善肾脏病的有效治疗方法的重要模型。许多可定量的病理生理改变在UUO后一周发生，这使它成为研究具有吸引力的模型，此种模型的一些研究结果已同梗阻后肾病的病人的一些观察结果作比较。许多证据表明啮齿类动物的UUO模型可反映人类肾脏疾病过程5。2 肾大部切除所致的慢性肾衰模型5/6肾切除手术一期法:成年雄性Wistar大鼠,先切除右肾，随后结扎左肾上、下极并切除之，不要损伤两侧肾上腺。切除之肾组织称重

5、，以右肾重量减去所切除的左肾肾组织重量来间接估算残余肾重量，并算出切除率。大鼠5/6肾切除后肾脏特征性改变有：肾脏早期代偿性肥大，肾小球高灌注、高滤过、高压力，继之出现肾小球硬化、毛细血管囊萎陷、系膜进行性扩张、小管间质性损害，后者表现为小管细胞萎缩、小管扩张、间质炎症细胞浸润、纤维化，最终发展为进行性肾功衰6。3 硝酸双氧铀(UN)所致的肾纤维化模型方法：成年雄性Wistar大鼠腹腔内单次注射UN0.5mg/100g体重。此种模型的病理生理改变为,肌酐清除率下降、尿蛋白排泄增加,肾组织羟脯氨酸浓度增加。形态学观察发现,纤维化区域包含明显扩张及萎缩的肾小管,且这些肾小管基底膜增厚。这些变化从给

6、予UN后4周至观察期结束都可看到。给予单剂量UN确实可诱导肾间质纤维化,是诱导肾间质纤维化的一个简单过程，可作为研究预防治疗措施的实验模型7。但是，存在一定风险，这种动物模型可以产生小管间质纤维化损伤，但未导致进行性纤维化8。4 微栓塞导致的进行性慢性肾衰大鼠模型右肾切除后,单次注射小球体(直径20-30Lm)至左肾动脉。病理生理改变：接受了大约5105个(0.8mg)小球体的大鼠，4周后出现显著的蛋白尿，其后发生低白蛋白血症和高胆固醇血症。此微栓塞诱导的肾衰新模型在研究微循环障碍时肾间质纤维化的发病机制方面有显著作用。5 缺血-再灌注模型雄性Wistar大鼠或Lewis鼠，切除左肾,钳夹右肾

7、蒂45分钟。其病理生理改变为,迅速发生蛋白尿、间质纤维化、肾功能丧失。缺血性急性肾功衰可导致小管周围毛细血管永久性缺失，从而易发生进行性慢性肾衰。这个模型与上调TGFB和TIMP等纤维化相关基因有关。但是,也有人发现,在20周观察期限内，暂时性暖缺血未引起任何纤维性(如羟脯氨酸)改变。6 马兜铃酸(AA)肾病模型盐耗竭雄性Wistar大鼠每天皮下注射AA 1mg/kg体重(低剂量AA组),10 mg/kg体重(高剂量AA组)。也有人对雄性Wistar大鼠每天腹膜内注射AA 5mg/kg体重，共16周9。还有人对雌性新西兰白兔每天腹腔内注射AA 0.1 mg/kg体重，共17-21个月。病理生理

8、改变为，第10天、35天,高剂量组发生糖尿、蛋白尿、血清肌酐水平升高,尿亮氨酸氨基肽酶降低，而低剂量组未引起显著反应。高剂量组的组织学表现是,发生与淋巴细胞浸润(10天)和被间质纤维化(35天)包围的小管萎缩有关的小管凋亡。两组都可看到泌尿道上皮发育不良，在注射部位还可看到成纤维细胞肉瘤。AA诱导的肾纤维化模型与环孢素诱导的肾病模型相似10。AA对肾组织有慢性毒性作用,可引起大鼠慢性肾间质纤维化11。此模型提供了一个研究肾纤维化病理生理途径的有用模型19。7 嘌呤霉素(PAN)肾病模型零天时,SD大鼠腹腔内一次注射PAN 1.5mg/kg体重，在接下来的4天内某一天完成右肾切除术，然后在3、4

9、、5周时,腹腔内给PAN 0.43mg/kg体重。病理改变:给予第一剂PAN后,肾功能暂时受损。给予第二剂后,发生了进一步的肾损伤,小管萎缩、间质纤维化、明显局灶性小球硬化。从第1周到12周,小管间质凋亡增加,这与肾功能及小管间质损伤有关。8 环孢素A肾病模型环孢素A在橄榄油中稀释到浓度为15mg/ml，每天给盐耗竭大鼠皮下注射环孢素A 15mg/kg，共28天。此模型的组织学改变可分成2类，即间质炎症和瘢痕形成及小动脉病变。间质纤维化病变包括间质基质扩张，伴有小管变形和萎陷、小管基底膜增厚。间质炎症的特点为单核细胞浸润、间质水肿。肾小动脉病变的特点是入球小动脉、小叶间动脉终末部分玻璃样变和破

10、坏。慢性环孢素A肾毒性的特点是间质纤维化,这与ANG-介导的TGFB表达增加有关。此模型可用来研究阻止慢性环孢素A肾病的药物疗效。9 腺嘌呤肾病模型模型组大鼠用腺嘌呤(150mg/kg#d)定量灌胃，每日灌胃一次,连续17周。大鼠长期给予腺嘌呤可产生类似人类慢性肾衰的代谢异常。这些紊乱有氮质血症、尿毒症毒素沉积、氨基酸和电解质代谢紊乱、激素失调。实验性大鼠的病理表现为近端小管损伤,部分远端小管及小球损伤,严重者可发现有固缩肾。长期喂饲腺嘌呤提供了一个研究慢性肾衰的有用模型。10 阿霉素(ADR)肾病模型两个月的雄性SD大鼠单次静脉注射ADR 7.5mg/kg体重。也有人用雄性BALB /C小鼠

11、,静脉注射单剂量ADR(11-12mg/kg）。或者给SD大鼠两剂ADR(2mg/kg )。ADR诱导的肾脏病变特点与人类局灶性肾小球硬化相似,给予ADR后第5天开始有明显的蛋白尿，并在整个研究过程中保持显著增高。1周、2周时出现小管细胞重吸收小滴局灶性增加。2周后出现大量腔内管型。4周时，小球空泡形成和微弱FGS。6周时，出现广泛的局灶甚至整个小球硬化、中度间质扩张、严重的炎症。8周时，间质和小球巨噬细胞浸润。此后,CD4+、CD8+T细胞沉积于间质而不是小球12。20周，大鼠发生明显的肾病综合症和肾衰、小管间质纤维化及小球硬化。肾皮质抗氧化酶减少及血液、肾组织中高浓度的脂质体可促进氧化损伤

12、，纤维化的发生与结蛋白和A-SMA的表达增加并行。ADR肾病模型是一个由ADR诱导的发生于肾病综合征之后的肾纤维化的很好模型,在解释慢性蛋白尿性肾疾病中肾小球、间质炎症和纤维化的发病机制方面很有用。11 其他模型有人用叶酸诱导的肾毒性小鼠模型来研究ANG的表达；还有人用ANG来制作肾损害模型13。总之，制作肾纤维化动物模型的方法很多，每种方法各有其优点。从制作方法的简易程度上来看，硝酸双氧铀法似乎最简便易行；从肾纤维化发展的快慢上来看，缺血-再灌注模型可引起急性肾纤维化；从模型的用途上来看,环孢素、硝酸双氧铀、UUO等模型常被用来研究治疗肾病的措施,阿霉素、腺嘌呤、马兜铃酸、微栓塞、肾大部切除

13、、UUO则常被用来研究纤维化的发展机制。由于种属的巨大差异，所以不应简单地认为动物实验的结果与人体疾病过程完全一致；此外，也不应将动物实验与体外实验的结果完全等同起来。但是，肾纤维化模型的建立，确实可以为我们研究人体肾脏病的病理生理机制提供线索，对于研究阻止或逆转肾脏病进展的药物有较大的理论和现实意义。1Saulo K，Jeremiah M. Obstructive nephropathy and renal fibrosisJ.Am J Physiol Renal Physiol，2002，283( 2) : 861875.2Gerth JH, Kriegsmann J，Trinh TT,

14、et al. Induction of p27KIPI after unilate ral ureteral obstruction is independent of angiotensinJ. Kidney Int ，2002 ，61(1):68-79.3Hruska KA, Guo G，Wozniak M，et al. Osteogenic protein-1 prevents renal fi brogenesis associated with ureteral ob-structionJ. Am J Physiol Renal Physiol ，2000，279(1):130-14

15、3.4Junwei Y，Youhuan L. Delayed administration of hepatocyte growth factor red uces renal fibrosis in obstructive nephropa-thyJ. Am J Physiol Renal Phys iol，2003，284:349-357.5Klahr S，Morrissey J. Obstructive nephropathy and renal f-ibrosisJ. Am J Physiol Renal Physiol，2002，283(5):861-875.6刘必成，John Ha

16、ylor,EL Nahas AM.小管间质肌成纤维细胞激活对大鼠残余肾硬化的影响J.中国病理生理杂志，1999，15(8):720-722.7Appenroth D, Lupp A, Kriegsmann J, et al. Temporary warm ischaemia ,5/6 ne phrectomy and single uranyl nitrate administration-comparison of three models intended to cause renal fibrosis in ratsJ. Exp Toxicol Pathol,2001,53(4):31

17、6-324.8Eismann U, Sommer M,Kosmehl H, et al. Fibronectin splice variants-prognos tic markers for the stage of renal in-terstitial fibrosis in the ratJ. Nephro n,2002,92(2):379-388.9Zheng F, Zhang X, Huang Q. Establishment of model of aristolochic acid-in duced chronic renal interstitial fibrosis in

18、ratsJ. Zhonghua Yi Xue Za Zhi, 2001,81(18):1095-1100.9Basile DP, Donohoe DL, Roethe K, et al. Chronic renal hypoxia after acute ischemic injury:effects of L-arginine on hypoxia and secondary damage J. Am J Physiol Renal Physiol, 2003,284(2):338-348.10Debelle FD,Nortier JL, De Prez EG, et al. Aristolochic acids induce chroni c renal failure with interstitial fibrosis in salt-depleted rat