医学简明实验动物学(二)

人类疾病的动物模型及动物实验技术LaboratoryAnimals第一章人类疾病的动物模型第一节人类疾病动物模型的概念、意义及分类一、人类疾病动物模型的概念人类疾病的动物模型（animalmodelofhumandisease）是指各种医学科学研究中建立的具有人类疾病模拟表现的动物实验对象和相关材料。动物模型主要用于实验生理、实验病理和实验治疗学（包括新药筛选）研究。人类疾病的发展十分复杂，以人本身作为实验对象来深入探讨疾病发生机制，推动医药学的发展来之缓慢，临床积累的经验不仅在时间和空间都存在局限性，而且许多实验在道义上和方法上也受到限制。而借助动物模型的研究，可以有意识的地改变那些在自然条件下不可能或不易排除的因素，以便更准确地观察模型的实验结果并与人类进行比较研究，有助于更方便，更有效地揭示人类疾病的发生发展规律，研究防治措施。二、人类疾病动物模型在生物医学研究中的意义1、可复制临床上一些不常见的疾病2、可按需要选择动模型作为人类疾病的“复制品”，可按研究者的需要随时采集各种样品或分批处死动物收集标本，以了解疾病的全过程，这是临床难以办到的。3、可比性一般疾病多为零散发生，在同一时期内，很难获得一定数量的定性材料，而动物模型不仅在群体数量上容易得到满足，而且可以在方法学上严格控制实验条件，从而提高实验结果的可比性和重复性，使所得的实验结果更准确更深入。4、有助于全面认识疾病的本质在临床上研究疾病的本质难免带有一定的局限性。许多病原体除人以外也能引起多种动物的感染，其症状体征表现可能不完全相同。但是通过对人畜共患病的比较，则可以充分认识同一病原体给不同的机体带来的各种危害，使研究工作上升到立体的水平来揭示某种疾病的本质。三、好的人类疾病动物模型应具有的特点1、再现性好：应能再现所要研究的人类疾病，动物疾病的表现应与人类疾病相似；2、动物背景资料完整，生命周期满足实验要求，复制率高；3、专一性好：即一种方法只能复制出一种模型。四、人类疾病动物模型的分类1、自发性动物模型（naturallyoccurringorspontaneousanimalmodels）是取自动物自然发生的疾病，或由于基因突变的异常表现通过定向培育而保留下来的疾病模型。如大鼠的结肠癌、肝细胞癌模型，家犬的基底细胞癌、间质细胞癌模型等十余种。突变系的遗传性疾病很多，可分为代谢性疾病、分子性疾病、特种蛋白质合成异常疾病等。2、诱发性动物模型（experimentalartificialorinducedanimalmodels）是通过物理、生物、化学等致病因素的作用，人为诱发出的具有类似人类疾病特征的动物模型。诱发动物模型制作方法简便，实验条件容易控制，重复性好，在短时间内可诱发出大量疾病模型，广泛用于药物筛选、毒理、传染病、肿瘤、病理机制的研究。但由于是通过人为限定方式产生的，多数情况下与临床所见自然发生的疾病有一定的差异，况且许多人类疾病目前还不能用人工诱发的方法复制，因而又具有一定的局限性。第二节常见自发性人类疾病的动物模型1、神经系统疾病人类疾病动物模型品种品系神经纤维瘤多发性神经鞘瘤双色鱼的多发神经鞘瘤加勒比海珊瑚礁的双色鱼运动神经元疾病犬遗传性脊肌萎缩症BricttangSpaniels纯种犬格林-巴利综合症猎犬麻痹症猎犬特发性多神经炎Coonhounds猎犬先天性脑积水大鼠先天性脑积水小鼠脑积水Wistar大鼠BN和C57BL/6J小鼠癫痫特发性癫痫狗、狒狒、沙土鼠、兔局灶性癫痫带隐性突变基因tg小鼠2、循环系统疾病人类疾病动物模型品种品系高血压、肥胖、第4型高脂血症血管病变肥胖的高血压大鼠SHR、SHRSP、SHM和MHS大鼠小鼠高血压BALB/cJ，SWR/J小鼠伴心内膜弹力纤维增生的心肌病火鸡圆心病火鸡心肌衰竭叙利亚地鼠地鼠BIO14.6BIO40.54BIO82.623、呼吸系统疾病人类疾病动物模型品种品系支气管肺癌地鼠自发性肺癌金黄地鼠细支气管肺泡细胞癌羊肺癌羊4、消化系统疾病人类疾病动物模型品种品系食管失迟缓症犬与猫遗传性食管失迟缓症犬、猫胃类癌与胃腺癌非洲多乳头鼠胃类癌与胃腺癌非洲多乳头鼠十二指肠溃疡小鼠自发性慢性十二指肠溃疡NIB小鼠慢性胰腺炎慢性胰腺炎中年以上肥胖的犬、猫5、泌尿系统疾病人类疾病动物模型品种品系遗传性肾炎犬的遗传性肾炎Samoyed犬输尿管及膀胱癌大鼠自发性泌尿道肿瘤挪威棕色大鼠BN/BiRij肾积水、肾髓质不全、肾动脉性高血压大鼠遗传性肾积水大鼠RRC/H先天多性囊肾小鼠先天多囊肾小鼠C57BL/6J-Cpk6、血液与造血系统疾病人类疾病动物模型品种品系遗传性低血素贫血小鼠性连锁遗传性贫血病带突变基因sta小鼠小鼠性遗传性小细胞贫血带突变基因mk小鼠Belgrade大鼠贫血带突变基因b大鼠α-地中海贫血小鼠α-地中海贫血小鼠27HB，325HB和Hbath-j血卟啉病猫的血卟啉病卟啉代谢缺陷猫周期性中性粒细胞减少犬的周期性中性粒细胞减少犬Tr淋巴细胞瘤大鼠大颗粒细胞白血病F344大鼠先天性红细胞生成卟啉病狐松鼠常见卟啉病狐松鼠7、新陈代谢疾病人类疾病动物模型品种品系先天性高胆红素血症；Dubin-Johnson综合症Dubin-Johnson综合症Corriedale绵羊聚氯联苯的高敏感症遗传性高胆红素血症Gunn大鼠儿童甘露糖苷沉积症牛甘露糖沉积症（假性脂质代谢病）Angus牛GM2神经节苷脂沉积症GM2神经节苷脂沉积症犬组氨酸血症和母系组氨酸血症小鼠组氨酸血症和母系组氨酸血症源于秘鲁的小鼠8、内分泌系统疾病人类疾病动物模型品种品系遗传性下丘脑尿崩症大鼠遗传性下丘脑尿崩症DI大鼠Brattleboro纯和子糖尿病南非多乳头鼠自发性糖尿病南非多乳头鼠大鼠自发性糖尿病BBWistar大鼠犬遗传性早发性需胰岛素性糖尿病Keeshond犬兔自发性糖尿病6-12月龄雌性新西兰白兔小鼠糖尿病C57BL/KSJ和KK系小鼠中国地鼠糖尿病（非肥胖型糖尿病）中国地鼠第三节诱发性动物模型的复制方法简介1、神经系统疾病人类疾病动物模型动物与复制中风结扎大脑中动脉的大鼠中风模型7-20周龄SD雄性大鼠结扎大脑中动脉神经系统肿瘤大鼠N-亚硝基脲诱发神经系统肿瘤大鼠注射或口服双酰-烷亚硝胺、甲基或已基亚硝基脲多发性硬化症小鼠脑脊髓炎病毒感染小鼠感染脑脊髓炎病毒先天性交通性脑积水维生素A缺乏引起的兔脑积水6-8月龄雌性荷兰兔饲以限制VA的饮食巨细胞病毒感染脑钙化小鼠巨细胞病毒感染脑钙化哺乳小鼠脑内接种巨细胞病毒癫痫家兔癫痫模型大鼠癫痫模型兔肌注马桑内酯噪音刺激大鼠脑水肿大鼠脑水肿模型颈动脉内注入伤寒类病毒，或用流感病毒、蓝舌病病毒诱发2、循环系统疾病人类疾病动物模型动物与复制细菌性心内膜炎负鼠（Opossums）的细菌性心内膜炎负鼠一次性注射链球菌血栓栓塞和心肌梗塞大鼠的血栓栓塞和心肌梗塞SD/Wistar青年鼠高脂饮食引起完全性房室传导阻滞犬完全性房室传导阻滞狗注射甲醛至房室动脉粥样硬化兔、大鼠、犬、鸡、鸽、猴的动脉粥样硬化模型高脂肪、高胆固醇饲喂法

高血压大鼠、狗、猫和猴高血压模型1.噪音刺激2.手术狭窄肾动脉3.肾外异物包扎心肌梗塞兔、犬心肌缺血心肌梗塞模型1.电刺激兔下丘脑背内侧核2.手术阻断兔、犬的冠脉系统3.皮下注射异丙基肾上腺素3、呼吸系统疾病人类疾病动物模型动物与复制慢性支气管肺炎、肺气肿兔、犬、大鼠慢性支气管肺炎和肺气肿模型1.甲醛、二氧化硫烟草反复熏蒸2.流感病毒、流感杆菌滴鼻3.木瓜蛋白酶，胰蛋白酶，蛋白溶解酶注入气管哮喘豚鼠哮喘模型1：3鸡蛋白、弗氏完全佐剂物化矽肺大鼠矽肺气管内注入石英粉，SPF大鼠吸入二氧化硅病毒诱发的细菌性肺炎小鼠的呼肠弧病毒病口鼻途径给小鼠呼肠弧病毒-3慢性支气管炎猪地方性肺炎猪感染支原体引起低氧性肺高压肺心病实验性大鼠慢性低氧肥高压饲养在低氧环境中的大鼠4、消化系统疾病人类疾病动物模型动物与复制病毒性肝炎黑猩猩和绒猴人甲型肝炎人甲型肝炎病毒口服或静脉注射感染黑猩猩和绒猴黑猩猩人乙型肝炎人乙型肝炎病毒人工感染给黑猩猩土拨鼠、北京鸭、地松鼠乙肝模型人工或自然感染与人乙型肝炎病毒类似的病毒胰腺炎小鼠胰腺炎年轻雌性小鼠口服乙硫氨酸或造成胆碱缺乏消化道溃疡小鼠、大鼠胃肠道溃疡模型投服利血平、血清紧张素、阿司匹林等药物急性非细菌性肠炎犬感染冠状病毒引起的急性胃肠炎幼犬口服感染冠状病毒I-71十二指肠溃疡病诱发大鼠急性和慢性十二指肠溃疡病大鼠注射丙腈或羟基乙胺食管癌甲基-烷基-亚硝胺诱发大鼠食管癌

大鼠皮下注射甲基-烷基-亚硝胺5、泌尿系统疾病人类疾病动物模型动物与复制肾小管癌化学诱导的大鼠肾小管癌近交系F344幼年雄性大鼠饲喂0.04%N-（4’氟基-4-联苯基）乙酰胺膀胱癌用FANFT诱导的大鼠膀胱癌用N-[4（5-硝基-2-呋喃基）-2-噻唑基]甲酰胺诱导Fischer大鼠鸟粪石尿路结石犬鸟粪石尿路结石犬尿路感染葡萄球菌6、血液与造血系统疾病人类疾病动物模型动物与复制食物中毒性白细胞缺乏症猫T-α毒素中毒给猫口服半萜T-α毒素白血病性淋巴瘤猫的白血病毒病猫感染猫淋巴白血病毒病与维生素E缺乏有关的早产儿溶血性贫血与维生素E缺乏的溶血性贫血卷尾猴饲以多种不饱和脂肪酸诱发7、新陈代谢疾病人类疾病动物模型动物与复制甘露糖沉积症氢吲哚三醇诱发的动物甘露糖沉积症鼠饮服八氢吲哚三醇水粘多糖病大鼠苏拉明诱发贮积病大鼠静注苏拉明糖尿病大鼠、兔、犬糖尿病1.手术摘除胰腺2.静脉注射四氧嘧啶8、寄生虫人类疾病动物模型动物与复制疟疾小鼠疟疾模型伯氏疟原虫及约氏疟原虫血传配子体接种小鼠腹腔恒河猴疟疾模型诺氏疟原虫感染恒河猴日本血吸虫病小鼠、大鼠、豚鼠、兔、猫、犬的日本血吸虫病模型尾蚴皮肤接种丝虫病长爪沙鼠周期型马来丝虫人工感染马来丝虫地鼠、家猫、猴等同期型斑氏丝虫人工感染斑氏丝虫

第一节绪论一、动物实验(AnimalExperiment)：是指人为地改变环境，观察并记录动物演出型的变化，以探讨生命科学中的疑难问题，是现代医学常用方法，是进行教学、科研、医疗、农业等工作必不可少的重要手段和工具。二、内容：动物实验的设计与准备、动物实验基本操作技术、动物实验后的管理技术以及应该注意的影响动物实验效果的因素等。第二章动物实验技术

三、分类：

1.按机体水平：整体实验和离体实验。具体分为亚细胞、细胞、组织、器官、整体动物和无损伤动物等水平的实验。2.时间：急性实验（2天以内）、亚急性实验（1~4周）、慢性实验（2~6个月或更长时间甚至整个生命期）四、方法：生理学、病理生理学、药理学、病理解剖学、组织学、微生物学、免疫学的动物实验方法等等。第二节动物实验前的准备

一、实验动物的随机分组方法（一）实验单位随机分成两组分组情况动物编号1234567891011121314随机数目1622779439495443548217379323归组BBABAABABBAAAAA组3568111314B组124712910（二）实验单位随机分为三组分组情况动物号码123456789101112131415随机数字186240191240839534194491690330余数321131221121333归组CBAACABBAABACCCA组346910B组2781112C组15131415

二、实验动物的编号与标记（一）染色法：用化学试剂或药品在实验动物体表的不同部位进行涂染，并用不同颜色区别各组动物。编号原则是先左后,从上到下。有时用两种颜色一个代表十位、一个代表个位。常用的染色剂有3%~5%的苦味酸（黄色）、2%的硝酸银溶液（咖啡色）、0.5%的中性品红溶液（红色）和煤焦油酒精溶液（黑色）。

（二）耳缘剪孔法：是在动物的耳边缘剪出不同的缺口或打成不同的小孔进行标记的方法。为防止孔、口愈合，一般在打孔后用消毒的滑石粉涂抹在孔、口局部。由打孔或剪切的位置和孔数代表编号，一般在耳内按上、中、下打孔，分别代表1、2、3，在相应位置剪缺口代表4、5、6，剪两个缺口代表7、8、9，无孔或缺口为10。本法规定右耳代表个位数、左耳代表十位数。（三）烙印法：用烙印钳将号码烙印在犬等大中型动物无体毛或明显部位。大、小鼠等小动物可用刺针在动物耳上刺号，然后用棉签蘸着溶在酒精中的黑墨在针刺处涂抹。烙印前,最好对烙印的部位预先用酒精消毒，操作时要注意防止感染。（四）号牌法：用特制的金属号牌固定在实验动物的耳上，大动物可系于颈项部，固定号牌时要注意避开血管。（五）笼子编号法：不在动物身体上作标记而把装动物的笼子进行编号，也叫替代法。第三节动物实验的基本操作一、实验动物的抓取与固定二、实验动物被毛去除法三、实验动物的麻醉四、实验动物给药途径与方法五、实验动物采血和采液方法

一实验动物的抓取与固定（一）、小鼠的抓取与固定1、抓取方法：用右手拇指和食指捏住尾部中段提起，如果只想移动小鼠，可用两手把它捧起来移动。2、手固定法：将右手捏起的小鼠放在笼盖上，用右手捏其尾部中段，在小鼠向前爬的一瞬间，用左手的拇指和食指捏住颈背部皮肤，再翻转左手，将小鼠置于左手掌心中，右手拉住小鼠尾部，再用左手小指和无名指压住小鼠尾根部使小鼠整个身体呈一条直线。固定时注意，过分用力会使小鼠颈椎脱臼，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。这种固定方法是灌胃给药和腹腔注射给药常用的方法。3、手术固定法：用乙醚等麻醉药品麻醉后，用长20~30cm的线绳分别系在四肢上，再把系在四肢的线绳分别系在固定板四角的钉子上，并且在头部上颚切齿的地方牵一根线绳达到完全固定。4、在尾静脉给药时，先根据小鼠的大小选择合适的固定器，打开鼠筒盖，把小鼠放在里面，只露出尾巴；或者用倒放的烧杯将鼠扣住，尾巴自烧杯凹口处露出，并压住，即可进行操作。（二）、大鼠的抓取与固定1、抓取方法：4~5周龄以内的大鼠同小鼠；周龄较大的大鼠其尾部皮肤容易被剥脱，所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。抓取时最好带防护手套，但手套不宜过厚。2、手固定法：抓取大鼠的方法类似小鼠，即用左手的拇指、食指和中指抓住颈背部皮肤，小指和无名指挟住尾部牢牢固定；或左手按住抓起大鼠的时候，把食指放在颈背部，拇指及其他三指放在肋部，食指和中指挟住左前肢，分开两前肢带起来，右手按住后肢固定；还有一种方法，张开虎口，迅速将拇指、食指插入腹下，虎口向前，其余三指及掌心握住大鼠身体中段，并保持仰卧体位，然后调整左手拇指位置，紧抵在下颌骨上进行实验操作。3、手术固定法：同小鼠。4、尾静脉给药或采血时同小鼠。（三）、豚鼠的抓取与固定1、抓取方法：抓取幼小豚鼠时，用手捧起来；成熟的大豚鼠，用手大把抓起胸肋部即可。注意不能粗野，更不能抓取腰腹部，这样容易造成肝破裂而死亡。2、手固定法：⑴将左手的食指和中指放在豚鼠颈背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别用手指夹住左右前肢抓起来。⑵反转左手，用右手的拇指和食指夹住右后肢，用中指和无名指夹住左后肢是豚鼠整体伸直成一条直线。⑶一个人固定操作时，坐在椅子上，用右手拿着豚鼠的后肢夹在两腿之间，用大腿代替右手夹住。3、手术固定法：同大、小鼠。（四）、家兔的抓取与固定1、抓取方法：用一只手大把抓住颈背部皮肤提起来，另一只手托住其臀部，让其重心落在托其臀部的手上，运送时，可抓住颈肩部皮肤抱着兔子运送。2、手固定法：在灌胃给药时，人坐在椅子上，用一只手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住两后肢放在两腿之间，大腿夹住兔子的下半身，用空着的手抓住两前肢固定之，抓住颈背部的手同时捏着两只耳朵，不让头部转动。3、固定器固定法：耳静脉给药或采血时用盒式固定法；从颈动脉采血或手术实验时用此固定法。（1）盒式固定法：把兔子放在盒子里，只露出头部，用转扭拧固定器固定家兔。（2）台式固定法：将麻醉的兔子仰卧，用纱布条依次将四肢捆绑固定于固定台的两侧，然后把头部放在金属制的首枷和咀环上固定。（五）、犬的抓取与固定1、抓取方法：先给犬带上系有铁链条的脖套，对于性情凶猛的犬，要用特制的钳式长柄犬夹夹住犬颈部将犬按倒后，再系脖套和链条。2、手固定法：首先绑住犬嘴，方法是饲养员或犬主人从侧面靠近并轻轻抚摸其颈部皮毛，然后迅速用布带绑住犬嘴，布带从下颌绕到上颌打一个结，再绕到下颌打一个结，然后将布带绕到头后颈，在颈后部再打一个结，最后打一个活结，对于未经驯服的犬，可用长柄犬夹夹住犬颈部按倒后强制绑嘴。3、手术台固定法：麻醉后，松开布带，将犬仰卧在手术台上，先固定四肢，再固定头部。（六）、猫的抓取与固定1、抓取方法：先轻声呼唤，慢慢将手伸入猫笼，轻轻抚摸猫头、颈及背部，然后一只手抓住其背部皮毛，另一只手抓其腰背部。如遇凶暴的猫不让接触时，可用网套抓取。2、固定方法：同兔台式固定法。猫头可用一根粗棉绳，一端拉住猫的两只门齿，另一端捆绑在实验台的铁柱上。（七）、蛙的抓取与固定1、抓取方法：左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢，右手操作。注意：不要挤压其耳部两侧突起的毒腺，以免毒液射进眼中。2、固定方法：用探针破坏其脑脊髓或麻醉后用大头针固定在蛙板上。（八）、鸡的抓取与固定1、抓取方法：一只手从鸡的前方，另一只手绕到鸡的背后悄悄接近，两只手迅速将鸡抓住。2、手固定法：把鸡朝向持者方向，以右手的食指与中指夹住鸡的两脚，以左手掌紧握从腹部到翼部的位置。3、手术台固定法：用毛巾将动物裹住固定，放在实验台上。（九）、羊的抓取与固定1、抓取方法：通常只需在羊脖子上带上项圈，用绳牵着，便可抓取。2、固定方法：将羊蹄捆绑，使其侧卧在地，以手固定其头部防止挣扎翻滚；也可以采用特制的羊固定架固定。此种方法常应用于采血。（十）、猪的抓取与固定1、抓取方法：小猪常采用双手提起后肢，两膝夹住猪背倒立固定；成猪可采用站立固定。2、固定方法：可将猪仰放在“V”字型槽内固定，也可用木制三角固定架和帆布吊兜固定（挖四个孔使其四肢下伸）。如没有三脚架，也可以用犬固定台。（十一）、猴的抓取与固定1、抓取方法：从笼内抓取时，饲养人员应右手持短柄网罩，左臂紧靠门侧，以防止笼门敞开时猴逃出。右手将网罩塞入笼内，由上而下罩捕。当猴被罩住后，应立即将网罩翻转取出笼外，罩猴在地，由罩外抓住猴的颈部，清掀网罩，再提取猴的手臂反背握住。2、固定方法：（1）徒手固定：将猴两前肢反背其背后，操作者用一只手握着，用另一只手将猴两后肢捉住即可固定。（2）固定架固定：使用“猴限制椅”或“猴固定架”进行固定。二、实验动物被毛去除法1.拔毛法：在各种动物做后肢皮下静脉注射或采血，特别是兔耳缘静脉注射或采血时常用。动物固定→拇指和食指拔去所需部位毛→涂一层凡士林。2.剪毛法：动物固定→水湿润剪毛部位→将局部皮肤绷紧→用弯头手术剪紧贴皮肤剪毛。3.剃毛法：动物固定→肥皂水浸润剃毛部位→顺被毛方向剃毛（若用电动剃刀则逆被毛方向剃毛）。4.化学脱毛法：常用于大动物无菌手术、局部皮肤刺激性实验、观察动物局部血液循环或其它各种病理变化。⑴方法：动物固定→剪短脱毛部位被毛→用棉球或纱布沾取脱毛剂→在脱毛部位涂成薄层→2~3分钟后用温水洗涤脱下的被毛→干纱布擦干→涂一层油脂。⑵常用脱毛剂：硫化碱、硫化钠、硫化钙、硫化锶、硫化钡、三硫化二砷。⑶配方：Ⅰ、硫化钠:肥皂粉:淀粉=3:1:7加水适量调成膏状。Ⅱ、硫化钠:淀粉:糖:甘油;硼砂:水=8:7:4:5:1:75调成糊状。Ⅲ、8%的硫化钠溶液以上脱毛剂配方适用于家兔、大鼠、小鼠等小动物脱毛。Ⅳ、硫化碱10g、生石灰15g，加水至100ml，溶解即可。此配方适用于犬等大动物的脱毛。三、实验动物的麻醉（一）、常用的麻醉剂1、挥发性麻醉剂包括乙醚、氯仿等。2、非挥发性麻醉剂包括苯巴比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠、氨基甲酸乙脂、水合氯醛。3、中药麻醉剂包括洋金花、氢溴酸东莨菪碱等。（二）、动物的麻醉方法

1、全身麻醉（1）、吸入麻醉：多采用乙醚做麻醉药。把带有乙醚的棉球放入玻璃容器内，挥发后将动物放入容器内4~6分钟，动物失去运动力后立即取出动物以避免麻醉过深致死。此法多用于短期操作性实验，乙醚麻醉的优点是苏醒快，但是对呼吸道刺激性大，长时间容易窒息死亡。（2）、注射麻醉：大、小鼠和豚鼠常采用腹腔注射法进行全身麻醉，犬、猫、兔等既可腹腔注射也可静脉注射给药。注射时，先用麻醉药总量的2/3，密切观察动物生命体征的变化，如已经达到所需麻醉的程度，余下的麻醉药则不用，避免麻醉过深抑制大脑呼吸中枢导致动物死亡。

各种动物常用的全身麻醉剂的剂量及途径注:i.p指腹腔注射,i.m指肌肉注射,s.c指皮下注射,i.v指静脉注射

剂量(mg/kg体重)动物注射戊巴比巴比苯巴比硫喷异戊巴氯胺酮氯醛糖乌拉坦途径妥钠妥钠妥钠妥钠妥钠比妥钠(20%~25%)(1%~3%)(1%~2%)(5%~10%)(10%)小鼠i.p50~80200/15~20100100~200//i.m///////1350大鼠i.p40~50200/40~100100100~200550/i.m///////1350s.c//100~110////800~1000豚鼠i.p30~45100//100///i.m///20~50///1350兔i.p25~40///80~100///i.v20~30225~300/15~2040~50/80~100750~1000犬i.p30//20~5080~10010~40//i.v3022550~10015~2040~50/60750~1000口服/350////10015002、局部麻醉（1）、表面麻醉:利用局部麻醉药的组织穿透作用，透过粘膜，阻滞浅表的神经末梢，称为表面麻醉。常用利多卡因，眼部用药点滴、鼻内用药涂敷、咽喉气管用药喷雾、尿道灌注给药。（2）、区域阻滞麻醉：在手术区内四周和底部注射麻醉药阻断疼痛的向心传导，称为区域阻滞麻醉。常用普鲁卡因。（3）、神经干(丛)阻滞麻醉：在神经干(丛)的四周注射麻醉药，阻滞其传导，使其所支配的区域疼痛感觉消失，称为神经干(丛)阻滞麻醉。常用利多卡因。（4）、局部浸润麻醉：沿手术切口逐层注射局部麻醉药，阻滞组织中的神经末梢，称为局部浸润麻醉。常用普鲁卡因。3、麻醉注意事项（1）有些麻醉药，如乙醚挥发性很强，易燃，使用时应远离火源，平时应妥善保存。（2）应特别注意各种麻醉药的剂量和给药途径，切莫因药量过大而引起中毒或死亡。（3）注射时，一般要求缓慢注入，并随时观察动物肌肉的紧张性、角膜反射、呼吸频率、疼痛反射等指标。（4）注意保温，采取实验桌内装灯、电褥、台灯照射等。（5）万一麻醉过量，根据不同情况采取措施，如施行人工呼吸、给予苏醒剂或注射强心剂、咖啡因、肾上腺素、可拉明等，也可以静脉注射5%温热的葡萄糖溶液。四、实验动物给药途径与方法（一）、注射法给药1.皮内注射：将药液注入皮肤的表皮与真皮之间。用于接种、过敏实验、观察皮内反应及皮肤血管的通透性等。方法为脱毛消毒→刺入皮内→向上挑起稍退一些针后再稍刺入→注入药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘，若隆起可维持一定时间，则证明药液确实注射在皮内。2.皮下注射：用左手拇指与食指轻轻捏起动物皮肤，右手持针将其刺入皮下，如果针头易摆动证明已在皮下，可推进药液，拔针后轻按针孔片刻防止药液逸出。小鼠一般在背部、大鼠在背颈部或侧下腹部、豚鼠在大腿内侧或背部、兔在背部或耳根部、猫犬在大腿外侧。3.肌肉注射：一般选择肌肉发达而且无大血管经过的部位，犬、猫、兔多选臀部，大、小鼠多选股部。注射时针尖穿过皮肤后，再往深部刺入肌肉，此时针尖不能自由活动，回抽注射器无回血，即可注射。一般小动物选择5或5.5号针头，大动物选用6或6.5号针头。注意，注射时针头与肌肉成60。角，一次性刺入，小鼠每次注入量不超过0.1ml。4.腹腔注射：将动物固定，然后在左或右下腹皮下，将针头向前推0.5~1.0cm，再以45。角斜穿腹肌，缓慢注入药液。注药之前有落空感，回抽无肠液、尿液后方可注药。小鼠一次注射量为0.1~0.2ml/10g(体重)，大鼠为1~2ml/100(体重)。5.静脉注射：实验动物不同所选静脉注射部位也不同。大、小鼠一般选用尾静脉，兔选用耳缘静脉，犬选用后肢小隐静脉或前肢内侧皮下静脉注射。一般只限于液体药物，若是悬浊液，可能引起血管栓塞。⑴大、小鼠尾静脉注射：尾静脉有3条，左右两侧和背侧各有1条，由于两侧静脉比较容易固定，所以常被采用。操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内（烧杯等），除毛后，将尾部置于45℃~50℃的温水中浸泡1~2分钟或用75%酒精棉反复擦拭使血管扩张，以左手拇指和食指捏住尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针，完毕后把尾部向注射侧弯曲止血。一次注射量为0.05~0.1mg/10g(体重)⑵兔耳缘静脉注射：兔耳缘静脉表浅易固定而常被采用。操作时，先固定兔子，而后用75%酒精棉球反复擦拭使血管充盈，左手食指、中指夹住静脉近心端，拇指绷紧静脉远心端，无名指和小指垫在耳下边，针从静脉末端刺入并顺血管方向平行刺入1cm左右，回抽有血后再用拇指固定针头，放开食指和中指将药液注入，拔针后用酒精棉球压迫几分钟，防止流血和消毒。⑶犬的静脉注射：多采用前肢内侧皮下静脉或后肢小隐静脉，在静脉血管近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉的远心端平行进针，回抽有血后松开橡皮带，将药液缓慢注入。⑷豚鼠的静脉注射：同犬的静脉注射方法，也可以象兔一样采用耳缘静脉注射。6.淋巴囊注射：主要用于蛙类。腹部淋巴囊和头背部淋巴囊常作为蛙类给药途径。采用腹部淋巴囊给药时，将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，然后注入药物；采用胸淋巴囊给药时，将针头刺入口腔，使穿过下颌肌层入胸淋巴囊内注射药物，一次最大给药剂量为1ml。蛙全身分布为咽、胸、背、腹侧、腹、大腿和脚等七个淋巴囊。

（二）、经口给药法1.自动口服法：将药物放入饲料或饮水中，让动物自动摄入，方法简单不费工夫，也不会给动物造成损伤。但很难掌握给药量，有时药物在常温下还会分解。这种方法一般适用于动物疾病的防治、药物的毒性观察、某些与食物有关的人类疾病动物模型的复制等。2.强制灌胃给药：就是用灌胃器将药品直接强制灌入胃内。这种方法能准确掌握给药量、给药时间，并能发现和记录症状出现的时间及经过。缺点是费时、同时给动物带来一定的损伤和心理影响。因此，如果操作技术熟练对动物的不良影响就可以减少一些。⑴大、小鼠、豚鼠的灌胃法：左手抓住鼠背颈部皮毛将动物固定，右手持灌胃器，将灌胃针从口腔插入，沿咽后壁插入食道，使其前端达到膈肌水平，为防止插入气管，应回抽注射器针栓，如无空气被抽回，即可将药液注入。小鼠进针约3~4cm、大鼠、豚鼠为4~6cm，常用灌胃量小鼠为0.2~1.0ml、大鼠为1~4ml、豚鼠为1~5ml。⑵兔、犬、猫的灌胃法：先固定动物，然后将开口器固定在动物口中，压住舌头，然后将灌胃管从开口器小孔插入食道，将另一端浸入水中，如有气泡逸出，说明误入气管需拔出重插，插好后将药液推入，为避免药液残留需再注入5ml生理盐水。兔、猫插入为15cm左右，犬为20cm左右。一次耐受量兔为80~150ml，犬为200~500ml。各种动物一次灌胃能耐受的最大容积

动物种类体重（g）最大容积（ml）小鼠＞301.025~300.820~240.5豚鼠＞3006.0250~3004.0~5.0大鼠＞3008.0250~3006.0200~2494.0~5.0100~1993.0家兔＞35002002500~35001502000~2400100猫＞3000100~1502500~300050~80犬10000~15000200~500（三）、其他途径给药法⒈直肠给药：多用于家兔，将药物通过肛门直接注入动物直肠内，经直肠壁吸收，注意不要误入阴道。⒉呼吸道给药：以粉尘、气体、蒸汽、雾等状态存在的药物或毒气，均通过动物呼吸道给药。⒊皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均采用皮肤给药。⒋脊髓腔内给药：此法主要用于椎管麻醉或抽取脑脊液。⒌关节腔内给药：主要用于大中型动物，给兔子注射时首先将兔仰卧固定，在膑韧带附着点外上方约0.5cm处进针，针头从前上方向下后方倾斜刺入，直至针头遇到阻力变小为止，然后针头稍后退，以垂直方向推进关节腔中。当有刺破薄膜的感觉时即可注入药液。⒍脑内给药：常用于微生物学试验。将病原体接种于被检动物脑内，然后观察接种后的变化。⒎小脑延髓池给药：此种给药方法都是在动物麻醉情况下进行，而且常用于大动物如犬等，小动物很少采用。四、实验动物用药量及计算方法㈠给药剂量的确定⒈先用小鼠粗略地摸索中毒剂量或致死剂量，然后用小于中毒的剂量，或取致死量的若干分之一为应用剂量，一般取1/10~1/5。⒉植物药粗制剂的剂量多按生药量折算。⒊化学药品可参考化学结构和作用都相似的药物剂量。⒋一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律时，则更应慎重分析。⒌用大动物进行实验时，开始的剂量可采用用于鼠类剂量的2/5~1/2，以后可以根据动物的反应调整剂量。⒍根据动物的年龄大小和体质强弱确定给药剂量，一般说确定的给药剂量是指成年动物的；如幼小动物，剂量应减少。如以狗为例：6个月以上的给药量为1份时，3~6个月的狗给1/2份，45~89日龄给1/4份，20~44日龄给1/8份，10~19日龄给1/16份。⒎根据给药途径不同确定给药剂量，如以口服量为100ml时，灌肠给药量为100~200ml，皮下注射为30~50ml，肌肉注射为25~30ml，静脉注射为25ml。㈡实验动物间用药量的计算方法动物实验所用的药物剂量，一般按mg/kg体重或g/kg体重计算，应用时须用已知药液的浓度换算出相当于每kg体重应注射的药液量(ml)，以便给药。㈢人与动物及各类动物间药物剂量的换算方法

dB=dA×ＲＢ/ＲA×(WA/WB)1/3公式中:dA、dB是AB两种动物kg体重的剂量(mg/kg)ＲA、ＲＢ是动物的体形系数。R可由表查到。WA、WB是动物体重动物种类小鼠大鼠豚鼠家兔猫猴犬人体形系数(R)5990999382111104100五、实验动物采血和采液方法（一）、采血1、大、小鼠采血（1）剪尾采血：适用于少量采血。固定动物，将尾部浸在45℃左右的温水中数分钟或用酒精棉球涂擦鼠尾，使尾部血管充盈，剪去尾尖0.3~0.5厘米，让血液沿管壁自由流入盛器或用血红蛋白吸管吸取。采血结束后，伤口消毒并压迫止血。也可在鼠尾做一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液方法如上。每只鼠可采血10余次以上。小鼠每次采血0.1ml，大鼠0.3~0.5ml。（2）鼠尾刺血法：适用于采血量不多时。先将鼠尾用温水浸泡和擦拭，使鼠尾充血。用7或8号注射针头刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血液滴出，一次可采集0.1~0.5ml。如果长期反复采血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。（3）眼眶静脉丛采血：左手拇指、食指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部（防止动物窒息），轻轻压迫动物颈部两侧，使眶后静脉丛充血。右手持接7号针头的1ml注射器或长颈（3~4cm）硬质玻璃滴管（毛细管内径0.5~1.0mm），使采血器与鼠面成45°夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180°使斜面对着眼眶后界。刺入深度小鼠约2~3mm，大鼠约4~5mm。当有阻力时即停止推进，同时将针退出约0.1~0.5mm，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管内，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时将采血器拔出，防止术后穿刺口出血。体重20~25g的小鼠每次可采血0.2~0.3ml；体重200~300g大鼠每次可以采血0.5~1.0ml。（4）心脏采血：小鼠心脏小、心率快，采血困难；大鼠可以采用此法，仰卧固定，选择心跳最明显的部位，通常在胸骨左缘的正中作穿刺。

（5）断头采血：左手拇指和食指以背部较紧地握住鼠颈部皮肤，并使动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2~4/5的颈部全剪断，让血液自由滴入盛器。小鼠可采约0.8~1.2ml；大鼠约5~10ml。（6）颈动、静脉采血：动物仰卧固定，切开颈部皮肤，分离皮下结缔组织，充分暴露颈动、静脉用注射器吸出血液。（7）腹主动脉采血：动物麻醉、仰卧固定，腹正中线切开腹腔，清晰暴露腹主动脉，用注射器吸出血液。或用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术剪刀剪断动脉，使血液喷入盛器。（8）股动（静）脉采血：由助手握住动物，采血者左手拉直动物下肢，使静脉充盈；或者以搏动为指标，右手用注射器刺入血管。体重15~20g小鼠采血约0.2~0.8ml，大鼠约0.4~0.6ml。2、豚鼠采血法（1）耳缘剪口采血:用锐器割破耳缘，在切口边缘涂抹20%柠檬酸钠溶液以阻止血凝，血可自切口自动流出。可采血0.5ml左右。（2）心脏采血：选择心跳最明显的部位，通常在胸骨左缘的正中作穿刺。详细操作见兔心脏采血。成年豚鼠每周采血不超过10ml。（3）股动脉采血：动物仰卧固定，剪去腹股沟区的毛，麻醉后，局部碘酒消毒。切开长约2~3cm的皮肤暴露股动脉。用镊子提起股动脉，远端结扎，近端用止血钳夹住，在动脉中央剪一个小孔。用无菌玻璃小导管或塑料管插入，放开止血钳，血液由导管口流出。一次可采血10~20ml。（4）背中足静脉采血：固定动物，将膝关节伸直，动物脚背面酒精消毒，找到背中足静脉，以左手的拇指和食指拉住其趾端，右手刺入静脉采血。3、兔采血法（1）耳静脉采血：常用采血法之一，可反复取血。方法同耳静脉给药，但需逆血流方向进针，最多一次采血5~10ml。（2）耳中央动脉采血：盒式固定，左手固定兔耳，右手持注射器，在动脉的末端，沿动脉平行向心方向刺入，取血完毕后注意止血。一次可达15ml。（3）心脏采血：仰卧固定，在第三、四肋间左缘3mm处垂直进针刺入心脏，血液即流入针管。一次取血20~25ml。（4）后肢胫部皮下静脉采血：仰卧固定，拔去胫部被毛，在胫部上端股部扎橡皮管，左手固定好静脉，右手持注射器与皮下静脉平行方向刺入血管，回抽有血后即可取血。一次可以取2~5ml。（5）股静脉、颈静脉采血：先作股静脉和颈静脉暴露分离手术，再采血。

实验动物的血液采集

采血部位及采血量采血方式采血部位采血量(ml)采血前处置

小鼠大鼠部尾静脉0.03~0.050.3~0.5分尾动脉0.1~0.30.5~1.0采足背中静脉0.1~0.3血眼窝静脉丛0.05~0.10.5~1.0麻醉(不麻亦可)

颈静脉0.5~1.03~5麻醉手术全颈动脉0.5~1.03~5同上断头0.5~1.05~10麻醉(不麻亦可)采心脏0.5~0.83~5麻醉、手术后大静脉0.5~1.02~4同上血腹大动脉5~82~4同上

采血部位及采血量

动物采血部位采血量（ml）采血前处理

豚鼠耳动脉（部分）＜0.5耳静脉（部分）＜0.5心脏（全部）5~10（全采血时也有麻醉、手术开胸后直视下采血的方法）

后大静脉(全)3~5