动物实验基本操作方法.ppt

1、第八章 动物实验的基本操作方法,动物实验的基本操作方法，包括实验动 物的抓取、固定、编号、标记、麻醉、去 毛、给药、采血、采集体液、常见手术操 作、处死等操作方法。,第一节 实验动物的抓取、固定、编号、标记方法,一、小鼠的抓取与固定,二、大鼠的抓取与固定,抓取与固定方法同小鼠,但要防止被大鼠咬伤.,三、豚鼠的抓取与固定,四、家兔的抓取与固定,五、犬、猫等的抓取与固定,视频,六、实验动物的编号与标记方法,在动物实验中，必须对实验动物进行编号、标记以示区别。标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、易认和适用的要求，现介绍几种常用的标记方法。 1.染色法：染色法是用毛笔或棉签蘸取有色化学染料，在实验动物

2、体表不同部位涂上斑点，以示不同编号。编号的一般原则是：“先左后右，先上后下。”,2.耳缘剪孔法 3.烙印法 4.挂牌法,第二节实验动物的麻醉方法,全身麻醉,局部麻醉,在实施全身麻醉时，应注意以下几个问题： 猫、犬、猪或非人灵长类大动物禁食1012h，不能少于8h。家兔或啮齿类动物无呕吐反射，术前无须禁食。被手术的动物在麻醉前可给予一定量饮水。 麻醉前不能使用泻剂。因为泻剂可导致血液的碱储降低，从而增加血液和组织的酸度，在麻醉和失血情况下，易发生酸中毒，并能降低损伤组织的抗感染能力。 麻醉后的动物必须保持气道的通畅和组织(眼球、舌、肠等器官)的营养。 犬做长时间实验前1h应灌肠排除积粪。 应检查

3、麻醉剂质量、数量是否满足要求，麻醉固定器具是否有破损(漏气或堵塞)，有关麻醉中毒急救品和器材是否准备齐妥，以应急需。,（一）麻醉前的准备,一、全身麻醉方法,全身麻醉的常用方法主要有吸入麻醉和非吸入 麻醉。 1吸入麻醉 吸入麻醉是将挥发性麻醉剂或气体麻醉剂经呼吸道吸人动物体内，从而产生麻醉效果的方法。吸入麻醉常用的挥发性麻醉剂有乙醚、氯仿、氟烷、甲氧氟烷等。气气麻醉剂常用氧化亚氮、环丙烷等。 乙醚的麻醉作用主要是抑制中枢神经系统，适用于中、小型实验动物全身麻醉。先将浸润了乙醚的棉球(或海绵)放入小烧杯，再将小烧杯放入相应大小密封的麻醉盒内(可用大烧杯代替)，再将动物放入，通过透明的麻醉盒观察动物

4、的行为。开始时，动物出现兴奋，进而出现抑制，自行倒下，呼吸由快变慢，当角膜反射迟钝，肌张力下降，即可取出动物。实验过程中，应注意动物的反应，适时追加乙醚吸人量，维持其麻醉深度和时间。,（二）麻醉的方法,2非吸入 麻醉 非吸人麻醉的给药常用注射方法，如静脉注射、肌内注射、皮下注射、腹腔内注射等。常用的麻醉药有戊巴比妥钠、硫喷妥钠、氨基甲酸乙酯等。 戊巴比妥钠是常用的一种动物麻醉剂，白色粉末，安全范围大，毒性小，麻醉潜伏期短，维持时间较长。一般用生理盐水配制。大鼠、小鼠和豚鼠常采用腹腔注射；犬、猫、兔等动物既可腹腔注射，又可静脉注射。操作时，一般先推入麻醉药总量的23，密切观察动物生命体征的变化，

5、若已达到所需麻醉的深度，余下的麻醉药则不用。以避免麻醉过深抑制延髓呼吸中枢导致动物死亡。在实验过程中，若动物出现苏醒行为时，可追加麻醉药，或吸入乙醚辅助麻醉。,常用实验动物全身麻醉药用法及剂量,二、局部麻醉方法,局部麻醉操作方法很多，可分为表面麻醉、局部浸润麻醉、区域阻滞麻醉以及神经干(丛)阻滞麻醉等。 1表面麻醉：利用局部麻醉药的组织穿透作用，透过粘膜，阻滞浅表的神经末梢。常用麻醉药为利多卡因等。眼部用药点滴，鼻内用药涂敷，咽喉气管用药喷雾，尿道灌注给药。 2区域阻滞麻醉：在手术区四周和底部注射麻醉药阻断疼痛的向心性传导。常用药为普鲁卡因。 3神经干(丛)阻滞麻醉：在神经干(丛)的周围注射麻

6、醉药，阻滞其传导，使其支配的区域无疼痛。常用药为利多卡因。 4局部浸润麻醉：沿手术切口逐层注射局部麻醉药，阻滞组织中的神经末梢。常用药为普鲁卡因。 5椎管内麻醉：在椎管内注射麻醉药，阻滞脊神经的传导，使其支配的区域无疼痛。常适用于大型动物(如猪、马、牛、羊等)，常用药为普鲁卡因、可卡因等。,三、动物麻醉的注意事项,1有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。 2所有麻醉药使用过量均可引起中毒，应特别注意各种麻醉药的剂量和给药途径，应准确按体重计算麻醉剂量。由于动物存在个体差异，文献介绍的剂量

7、仅能作参考使用。 3注射时，一般要求缓慢，并随时观察动物的肌张力、角膜反射、呼吸频率、夹痛反射射等指标。 4动物麻醉后，体温下降，要注意保温。 5万一麻醉过量，应根据不同情况，积极采取措施，如施行人工呼吸，给予苏醒剂，或注射强心剂、咖啡因、肾上腺素、可拉明，也可静脉注射5温热葡萄糖溶液。,第三节实验动物被毛的去除方法,一、剪毛法 二、拔毛法 三、剃毛法 四、脱毛法,第四节实验动物的给药途径和方法,* 经口给药 * 注射给药 * 其他途径给药（呼吸道、皮肤、直肠等）,一、经口给药,分为口服法、喂服法、灌胃法。下面主要介绍灌胃法。,灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内，此法剂量准确，但每

8、天强制性操作和定时给药会对动物造成一定程度的机械性损伤和心理上的影响，要减少这些不良影响，必须熟练掌握灌胃技术。 操作前，用灌胃针或灌胃管大致测一下从口腔至胃内的位置(最后一根肋骨后)的长度，根据此距离估计灌胃针(或灌胃管)插入的深度。成年动物插入的深度一般是： 小鼠3cm，大鼠或豚鼠5cm， 兔约15cm，犬约20cm。,大鼠、小鼠的灌胃法,用左手固定鼠，右手持灌胃器(安好灌胃针并已吸好药物)，将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔，压迫鼠的头部，使口腔和食管成一直线，轻轻转动针头刺激鼠的吞咽，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管，如动物挣扎厉害，退出灌胃针，待动物安静下来，重新插入，灌胃针前端达到膈肌水平，即

9、可慢慢推灌药液，如很通畅，则说明已进入胃内。如不通畅，且动物挣扎厉害，须拔出重新操作。常用灌胃量：小鼠：0.21ml, 大鼠14ml，豚鼠15ml。,犬、兔和猫的灌胃法 先将动物固定，再将开口器固定于动物口中，压住舌头，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，再沿上腭壁顺食管方向送入胃内，插入动作要轻、慢，边插边密切注意动物的反应。事先将灌胃管在水或生理盐水中泡一下，这样容易插入而不损伤食管。将灌胃管的外端浸入水中，如有气泡逸出，则说明灌胃管误入气管，需拔出重新、插，插好后将注射器连于灌胃管慢慢将药液推入。在正式推药之前，亦可先用温水试灌一次，如果水不从嘴角流出，灌注很通畅，

10、动物不挣扎，则说明进入胃内，为避免灌胃管内残留药液，需再注入5mL生理盐水，然后拔出胃管，取下开口器。常用灌胃量：豚鼠15mL，兔80150mL，犬200500mI。,二、注射给药,（一）皮内注射 局部去除被毛，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后再向上挑起再稍刺入，即可注射药物，注射时会感到有很大阻力。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小丘，停留片刻再拔出针头，以免药液漏出。 (二)皮下注射 注射时，用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，将注射针刺入皮下，若针头容易摆动则证明针头已在皮下，推送药液，缓慢拔出注射针，稍微用手指压片刻针刺部位，以防药物外漏。 皮下注射部位：小鼠选颈背

11、部皮肤；大鼠选背部或侧下腹部；豚鼠选大腿内侧、背部或肩部皮下脂肪少的部位；兔选背部或耳根部；猫、犬选大腿外侧。,（三）肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。动物肌肉注射时，应选用肌肉发达，无大血管经过的部位，如兔、猫、犬、猴的两侧臀部或股部。,（四）腹腔注射 大鼠、小鼠腹腔注射时，左手抓取并固定好动物，将腹部朝上。右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置，从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针35mm，再使针头与皮肤呈45角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时，有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回

12、血，无肠液、尿液，便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为0.10.2ml/10g体重。大鼠一次注射量为：12ml/100g体重。兔的注射部位在腹部近腹白线lcm处，犬在脐后腹白线侧边12cm处。,(五)静脉注射 大、小鼠静脉注射 常用尾静脉注射。 大、小鼠尾静脉共有3根(左、中、右)，一般常选用两侧的静脉。注射前，先把动物固定在暴露尾部的鼠尾固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，拔去尾部静脉走向的毛，置鼠尾于4550的温水中浸泡几分钟或用75酒精棉球反复擦拭，以达到消毒、血管扩张及软化表皮角质的目的。开始注药时宜少量且缓慢，仔细观察，如无阻力，表示针头已进入静脉，同时可见静脉血液被注射进

13、去的药液向前推进。如出现白色皮丘说明未刺人血管，应拔出针头重新穿刺。注射完，取一棉球或纱布用力按住注射部位并轻轻揉动。如需反复注射，应尽量从尾的末端开始，另外，左右两根血管可交换选择使用。, 兔的静脉注射 一般采用外耳缘静脉。 给兔注射前，先将兔放入固定盒内固定好，拔去注射部位的毛，用75%的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈。左手食指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端，环指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的远心端刺入血管，回一下血，放松对耳根处血管的压迫，移动拇指于针头上以固定，放松示、中指，将药液注入。注射完毕，用棉球压住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟。如需反复注射，应尽

14、量从耳的末端开始。,豚鼠的静脉注射 一般采用前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉或者浅背侧足中静脉注射，此外豚鼠的耳缘静脉也可注射。豚鼠的静脉管壁较脆，注射时应特别小心。,犬的静脉注射 犬的静脉注射多采用前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉。注射部位剪毛后，用碘酒和酒精消毒皮肤，在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉的远心端将注射针头平行刺入，如有回血，即可松开橡皮带，将药缓缓地注入。,三、其他途径给药,呼吸道给药 呈粉尘、气体等状态的药物，均需要通过呼吸道给药。如给动物乙醚作吸入麻醉，用锯末烟雾制作慢性支气管炎动物模型等。 皮肤给药 常用于鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、致敏作用等。对兔和豚鼠，

15、常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。 直肠给药 常用于动物麻醉。兔直肠内给药时，常采用灌肠用的胶皮管或114号导尿管进行给药。 脑内给药 常用于微生物动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内。,四、实验动物用药量的确定,先用小鼠粗略的探索出中毒剂量或致死剂量，然后用小于中毒剂量，或取致死量的若干分之一为应用剂量，一般可取11015。 植物药粗制剂的剂量多按生药折算。 化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构和作用都相似药物的剂量。 确定剂量后，动物也没有中毒的表现（如体重下降、精神不振、活动减少或其他症状），可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，作

16、用也明显，则应降低剂量再次实验。 用大动物实验时，开始的剂量可采用给鼠类剂量的11512，以后可根据反应调整。 确定动物给药剂量时，要考虑动物的年龄和体质状况。 确定动物给药剂量时，要考虑给药途径不同，所用剂量也不同。以口服量为100时，灌肠量应为100200，皮下注射量为3050，肌肉注射量为2530，静脉注射量为25。,第五节 实验动物的采血方法,一、大、小鼠的采血方法,（一）尾部采血 1剪尾采血 需血量少时常采用本法。用手轻揉，或侵入45水中数分钟，也可用二甲苯涂擦鼠尾，使尾部血管充盈。消毒后，用无菌纱布擦干，将尾尖剪去约5mm，从尾根向尾尖推挤，即可收集到少量血液。用此法每只鼠一般可采

17、血10余次。小鼠每次可采血0.1ml，大鼠约0.4ml。 2切割尾动脉或尾静脉 用锋利刀在尾静脉或尾动脉切开一小口，血液自行流下，几条血管可从鼠尾交替切割。此法主要适应于大鼠。 3尾静脉穿刺 方法同大、小鼠的尾静脉注射给药。此法主要适应于大鼠。,（二）眼眶后静脉丛采血,用710cm长的玻璃取血管，将其尖端折断，使其锋利。将取血管浸入1%的肝素溶液，干燥后使用。采血时，左手拇指及食指抓住鼠耳之间的皮肤使鼠固定，并轻轻压迫颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外突，提示眼眶后静脉丛充血。右手持取血管，将其尖端插入内眼角与眼球之间（如图所示），轻轻向眼底方向刺入，小鼠刺入23mm深，大鼠刺入45mm深，

18、当感到有阻力时即停止刺入，旋转取血管以切开静脉丛，血液即流入取血管中。,采血结束后，拔出取血管，放松左手，出血即停止。亦可同时用消毒纱布轻压眼部片刻，同一动物可反复交替穿刺双眼多次。小鼠一次可采血0.20.3ml，大鼠一次可采血0.51.0ml。,(三)心脏采血 穿刺法 麻醉，固定，消毒皮肤。在左胸34肋间用左手食指摸到心搏最强处，右手持注射器垂直胸壁由此进针，插入心脏，心脏采血时，动作要迅速，缩短留针时间，以防止血液凝固。 开胸法 打开胸腔，直接从见到的心脏内抽血。亦可剪破心脏，直接用注射器或吸管吸血。 （四）大血管采血 把麻醉的动物固定好，分离暴露颈静脉、颈动脉或股动脉、股静脉，用注射器穿

19、刺抽出所需血量。也可插入导管，反复采血。 （五）摘除眼球采血 此法常用于鼠类大量采血。采血时，用左手固定动物，压迫眼球，尽量使眼球突出，右手用眼科弯镊迅速夹住眼球根部，将眼球摘除，将动物头朝下，提起动物，血液很快从眼眶内流入已准备好的容器中。此法一般只适用于一次性采血。 （六）断头采血 用剪刀迅速剪掉动物头部，立即将动物头颈朝下，提起动物，血液可流人已准备好的容积中。,耳缘剪口采血 消毒耳缘后，用刀片或剪刀割（剪）破耳缘，在切口边缘涂上20的柠檬酸钠溶液，防止血液凝固，则血可自切口处流出。此法每次可采血0.5ml左右。 足背正中静脉采血 固定豚鼠，将其左肢或右肢膝关节伸直，足背消毒，找出足背正中静脉，左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手将注射器刺入静脉，拔针后立即出血。 心脏采血 同大、小鼠的心脏采血（穿刺法及开胸法）。,二、豚鼠的采血方法,三、家兔的采血方法,耳缘静脉采血 具体方法同兔耳缘静脉注射。本方法为兔最常用的采血方法一次可采血血510ml，可多次重复使用。 耳中央动脉采血 在兔耳中央有一条较粗的，颜色较鲜红的中央动脉，由于兔耳中央动脉容易痉挛，故抽血前必须让兔耳充分充血，采血动作要迅速，采血后应立即压迫止血，此法一次可采血1015ml。 心脏采血 具体方法与大鼠、小鼠的心脏采血方法类似，经左侧34肋间垂直胸壁穿刺，约3cm即可。经67天后，可重复心脏采血