灭多威在我国的残留现状及展望

灭多威在我国的残留现状及展望

甲氧微生物，也被称为甲氧微生物、甲氧微生物、丙烯酸酯和甲基卤单胞菌。化学名称为s-甲基-n[（甲基氨基丙烯酸）-氧）硫代胺，化合物为csi-1012s。结构形式如图1所示。1966年由美国杜邦公司开发,并于1968年在美国注册上市(vanScoyetal.,2013)。中国于1984年起先后完成了小试、中试和应用试验。灭多威通过触杀和胃毒杀灭害虫,适用于棉花、烟草、果树、蔬菜防治鳞翅目、同翅目、鞘翅目等多种害虫(齐慧芹等,2006),是目前防治抗药性棉蚜良好的替换品种,已广泛用于农林业生产。它的开发成功并投入生产,对防治害虫、农业增产和农民增收具有重要意义。1997年世界野生动物基金会将灭多威列为可疑内分泌干扰物(郭新彪,2006),其对环境的生物毒性表现为破坏动物间的捕食关系,威胁生态系统平衡等(Sun&Lee,2003)。由于灭多威在水中溶解性强、使用量大,加之工农业生产中的不合理排放,导致一些水体和食品(何瑞玲等,2007)中监测到灭多威残留。目前,因灭多威在环境水体中检出率高和具有内分泌干扰作用等而受到广泛关注,有关灭多威的监测技术(张丽俏等,2011)、检测方法(Cadorin-Fernandesetal.,2011;Zappetal.,2011;Azabetal.,2012;Mirmohseni&Houjaghan,2013)、去除技术(Micoetal.,2010;王小宝等,2011;Chang&Lee,2012;El-Geundietal.,2012)、降解特性(吴同华等,2009;Toma2evicetal.,2010;Abaamraneetal.,2012)、单一毒理效应(Huetal.,2010;Leeetal.,2011;Kimetal.,2012)、联合毒性效应(杨柏林,2010)、中毒治疗方法(李宁,2009;黄胜利,2012)等方面的研究正逐步开展。本文重点综述了灭多威的应用概况、在水体和土壤中的残留及其对生物的急性毒性、环境荷尔蒙效应、机体抗氧化体系的损伤、组织器官的损伤和遗传毒性等,以期深入了解环境中灭多威污染现状及其对生物和生态系统的潜在危害,为积极采取灭多威危害防治措施、保护生物资源和水生态系统提供可资借鉴的资料。1灭多威的农药及制剂灭多威是一种氨基甲酸酯类广谱杀虫剂,具有强烈的触杀和胃毒作用,无内吸传导作用。常见商标名称有万灵、快灵、龙灯快灵、万灵将、维特安、扶棉林、勇克、杜邦、华阳、桃园、盖虫狼、外尔威力等。中国使用的灭多威产品的主要含量与剂型有90%可溶性粉剂、40%可溶性粉剂、24%可溶性液剂、24%水剂、20%乳油、10%可湿性粉剂。灭多威可与多种杀虫、杀螨剂混配,用于生产复配杀虫、杀螨剂,其中常见的与其混配的杀虫、杀螨剂有效成分有丙溴磷、敌百虫、马拉硫磷、毒死蜱、辛硫磷、氧乐果、阿维菌素、吡虫啉、哒螨灵、硫丹、杀虫单、杀虫双、氯氰菊酯、高效氯氰菊酯、氰戊菊酯、高效氯氟氰菊酯和苏云金杆菌等。灭多威的杀虫作用机理是通过抑制害虫体内乙酰胆碱酯酶的活性,使害虫过度兴奋麻痹而死亡,该药作用迅速,击倒力强,渗透性好,能够杀虫、杀卵。广泛应用于防治棉铃虫、棉红铃虫、棉蚜、甜菜夜蛾、甘蓝夜蛾、棉叶夜蛾、小菜蛾、烟草夜蛾、大豆夜蛾、柑桔卷蛾、粘虫、菠菜潜叶花蝇、棉跳盲蝽等120余种鳞翅目、同翅目、鞘翅目、双翅目、丰翅目害虫以及对有机磷、菊酯类杀虫剂产生抗性的害虫(成四喜等,1993)。目前,灭多威已在美国、日本、加拿大、英国、法国、德国、澳大利亚和南非等81个国家登记注册(成四喜等,1993),是20世纪90年代中期全球销售额最大的44个农药品种之一(胡笑形,2003)。中国是农业大国,因此也是农药生产和使用大国,其中氧化乐果、水胺硫磷,甲拌磷、特丁硫磷、甲基异柳磷、甲基硫环磷、乙基硫环磷、克百威、灭多威、溴甲烷、磷化铝等10余种农药约占中国杀虫剂总量的20%(中国供应商,2008)。目前,中国灭多威原药企业有10余家,山东华阳年产2000t原药,产量全国第一,郑州市金鹏化工、华星化工、盐城开普化工、江西海利贵溪、寿光市大明化工、盐城利民农化、沙隆达集团等企业年产量都在700~1000t左右(中国供应商,2008)。目前中国以灭多威为主要成分的农药约35种(童建华,2000),灭多威制剂与复配企业有近百家,是一个登记较为热门的品种(中国供应商,2008)。在日本,灭多威是使用量位居前10位的杀虫剂产品,2004年的销售额达24.02亿日元(中国农资网,2006)。在美国,灭多威被列为使用最广泛的杀虫剂之一(崔丽等,2012),且近年来的使用量有快速增长的趋势,其中2001—2007年,每年喷撒灭多威约363t(Van-Scoyetal.,2013)。从世界范围看,灭多威是当前使用最广泛的杀虫剂之一。2农药及微生物农药灭多威主要施用于旱地作物,但近年来开始应用于水稻等水生作物防治水稻二化螟和水稻纵卷叶螟等害虫(吴同华等,2009)。由于在农药的施用过程中仅有1%左右作用于靶生物,其余的或残留于土壤,或通过直接排水、地表径流、淋溶、干/湿沉降等方式进入水体,从而对土壤生物和水生生物产生不利影响(刘锋章,1998;沈国兴等,1999)。2.1土壤对灭多威的降解农药对土壤的污染程度主要取决于农药的半衰期、土壤中的迁移性、土壤吸附力、施药量等因素。从灭多威在土壤中的迁移特性和半衰期来看,其在土壤中的半衰期随土壤性质等因素不同而变化(Abaamraneetal.,2012),一般为数天到50d不等(Van-Scoyetal.,2013),在3种温室土壤中的半衰期为3~14d(Leistraetal.,1984),且在土壤内部的半衰期远大于土壤表层,为15~48d(Jonesetal.,1989)。Harvey和Pease(1973)在实验室条件下研究了灭多威在2种土壤中的降解情况,结果表明,42d后,灭多威在2种土壤中的残留量分别为48%和31%。同时,土壤性质影响灭多威在土壤中的迁移性及其对灭多威的吸附能力,一般而言,腐殖酸对灭多威的吸附能力高于黏土(Coxetal.,1993)。由于灭多威的水中溶解度为57.9mg·mL-1(25℃)及其辛醇/水分配系数为1.2,因此,土壤对灭多威的吸附性一般很差(Leistraetal.,1984),田间实验研究显示,灭多威施用1月后,仅有2%的残留量(Harvey&Pease,1973)。因此,在灭多威施用区,可能不会造成其在土壤中长期大量残留。2.2灭多威在水体中的动力学特性农药对水环境的污染程度主要取决于农药的半衰期、水中溶解度、土壤中的迁移性、施药量等因素。由于灭多威在土壤中具有很强的迁移性及其在土壤内部的半衰期较长,可能会进入地表水或地下水。同时,有关灭多威在水体中的半衰期研究显示,其在水体中的半衰期远大于土壤,在pH为6、7、8的3种水溶液中的水解半衰期分别为54周、38周和20周(Yangetal.,2005)。由于灭多威在农业生产中的用量很大,加之其在土壤中的强移动性、强水溶性(57.9mg·mL-1,25℃)以及在土壤内部和水体中的半衰期都很长,因此灭多威用量较大的地区很可能会污染周围水体,特别是地下水,从而破坏水生态系统,并威胁人类饮用水源水安全(Strathmann&Stone,2001)。2.2.1地表净化系统的残留当前,世界许多国家的地表水中监测到灭多威残留。中国近期一项调查显示,浙江省16个市级水源地水体中均检出氨基甲酸酯类农药,其中灭多威被广泛检出,某处的灭多威浓度甚至高达0.172μg·L-1(王静等,2010);陈雁君等(1996)在喷洒灭多威的田头水渠中检测到灭多威浓度高达0.65mg·L-1。20世纪80年代,美国的一项调查显示,在446份地表水样品中,有2份样品检测到灭多威残留,残留最大值达2μg·L-1(Van-Scoyetal.,2013);美国近期的一份调查显示,加州地区多处水体中监测到灭多威污染,其中最大残留量高达55.3μg·L-1(Van-Scoyetal.,2013)。荷兰的一项研究显示,在种植菊花的温室排水管道中采集的34个水样中,经检测,40%的水样有灭多威残留,其中最大残留量达0.9μg·L-1,而在排水渠中采集的55个水样中,经检测,93%的水样有灭多威残留,其中最大残留量达3.7μg·L-1(Leistraetal.,1984)。2.2.2灭多威的残留20世纪80年代,美国调查显示,在1023份地下水样品中,有25份样品检测到灭多威残留,残留最大值达10μg·L-1(Van-Scoyetal.,2013);20世纪90年代,调查显示,在2485份地下水样品中,有67份样品检测到灭多威残留,但残留量较低,最大残留量<0.017μg·L-1(Kolpinetal.,2000)。巴西在位于棉花种植区的地下水中监测到灭多威污染,最大残留量达22.81μg·L-1(Carboetal.,2008)。沙特阿拉伯对位于本国中部、西部、北部和南部的15个区域的地下水灭多威等9种农药的残留量进行调查,结果表明,灭多威的检出率仅次于乐果(86.88%),高达53.3%,最大残留量达0.097mg·L-1(El-Saeidetal.,2011)。Belmonte-Vega等(2005)在西班牙南部一些区域的地下水中也检测到灭多威残留,且检出率较高。目前,有关中国地下水中灭多威残留的调查研究尚未见报道。由于灭多威在农业生产中的使用量大、毒性强、环境中检出率高和具有内分泌干扰作用,已经给生物和人类的生存造成了严重威胁(Yietal.,2006)。目前灭多威在环境和食品中的残留受到广泛关注,美国考虑到部分农药对濒临灭绝鲑鱼的风险,经与美国国家海洋渔业局(NMFS)磋商后,美国EPA决定限制使用灭多威等3种氨基甲酸酯类杀虫剂(宋稳成,2010)。许多国家和地区均制定了水体中灭多威残留限量标准,其中,美国规定饮用水中灭多威的安全限量为200μg·L-1(Van-Scoyetal.,2013);欧盟规定饮用水中杀虫剂残留的限量为0.1μg·L-1(Van-Scoyetal.,2013)。2010年中国国家标准《食品中百草枯等54种农药最大残留限量》(GB26130—2010)规定了灭多威在茶叶、菜薹、结球甘蓝3种食品中的最大残留限量分别为3、1、2mg·kg-1,但中国水质标准尚未对灭多威的残留进行限量,有关工作亟待开展。3关于减少二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化二氧化3.1日本青病毒病毒灭多威为高毒性农药,对大鼠的急性经口LD50变化在14.7~20.0mg·kg-1(王淑琴等,1991;Shalabyetal.,2010),急性经皮LD50为21.5mg·kg-1(王淑琴等,1991)。对麦穗鱼的24、48、72和96hLC50随暴露时间的延长而迅速降低,分别为1.228、0.782、0.538和0.425mg·L-1(Lietal.,2008)。同时,有关灭多威对其他鱼、虾、蚤等水生生物急性毒性的研究表明,其对7日龄日本青鳉的24hLC50为0.2mg·L-1(张丽俏等,2011);对日本青鳉成鱼的48hLC50为0.87mg·L-1(Hashimoto&Nishiuchi,1981);对虹鳟鱼的96hLC50为3.4mg·L-1(Farréetal.,2002);对大鳍鳞鳃太阳鱼的96hLC50为0.8mg·L-1(Farréetal.,2002);对河鲶、红鲈鲤、桃红对虾、糠虾的96hLC50分别为0.53、1.16、0.019和0.23mg·L-1(Van-Scoyetal.,2013);对大型溞的24hLC50为0.0098mg·L-1(付秀娥等,2012);对水蚤的48hLC50为0.032mg·L-1(Pereiraetal.,2007)。灭多威对不同种类生物的急性毒性有很大差异,甚至对同一种类生物的急性毒性也有所不同,这主要是不同种类生物对药物的耐受性不同、同种生物的规格不同以及温度等试验环境不同等因素造成的。但从总体急性毒性效应来看,灭多威对各种生物的毒性大小顺序为蚤类>虾类>鱼类>鼠类。3.2生理生化毒性3.2.1灭多威的毒性作用环境内分泌干扰物(endocrinedisruptingchemicals,EDCs),又称环境激素,是指具有干扰体内正常分泌物质的合成、释放、运转、代谢、结合、消除等过程,激活或抑制内分泌系统功能,从而破坏其维持机体稳定性和调控作用的外源性化合物。EDCs来源广泛,其中大部分通过人类生产活动与生活释放到环境中,如农业生产中的杀虫剂和除草剂,工业生产中的铅、汞和镉等,医药制品中的激素类、抗癌类药物等。此外,人类目前广泛使用的塑料制品、表面活性剂、合成洗涤剂、消毒剂和防腐剂等也被认定为EDCs的重要来源。EDCs对生物体的危害主要表现为干扰身体分泌系统的正常代谢,扰乱生物体的内分泌功能(李苗和张育辉,2012),导致生殖器官、生殖机能和生殖行为异常,引起生育力下降、生物机体繁殖损害,并最终导致种群数量下降,以至物种灭绝。EDCs一旦进入环境和生物体内,就难以分解,并具有致癌、致畸、致突变、蓄积和生物放大等作用,虽然其在环境中浓度小,但由于污染范围广、难降解等特点,所产生的危害极大。已被列为继臭氧层破坏、温室效应之后又一全球性的重大环境问题。1997年世界野生动物基金会将灭多威列为可疑的内分泌干扰物(郭新彪,2006)。有研究表明,灭多威对小鼠的生殖系统具有毒性作用,可致小鼠精子数量减少和精子运动能力下降(Faragetal.,2000),并能使雄性大鼠血清睾酮含量显著降低,精子数量和存活率显著下降(虎明明等,2008a)。将经灭多威攻毒后的雄性大鼠与正常雌性大鼠交配,雌性大鼠的受精率明显下降,分别为对照组的55.56%和77.78%,且经攻毒的雄性大鼠精子浓度和血清睾酮含量显著下降(Shalabyetal.,2010),血清促黄体生成素(LH)、卵泡刺激素(FSH)、泌乳素含量显著升高(Mahgoub&El-Medany,2001)。睾酮等睾丸组织标志酶活力的改变影响睾丸间质细胞、支持细胞等的生理生化功能,导致睾酮分泌下降,精细胞生长因子减少,精子发生和发育受阻,生精功能受损,从而影响雄性生殖(宁艳花和刘秀芳,2007)。灭多威对雄性大鼠的作用机理可能是通过影响下丘脑-垂体-睾丸轴内分泌功能,通过抑制雄激素的产生,如睾酮的分泌而干扰精子发生过程和附睾功能,导致精子生成量减少和精子成熟障碍,从而影响精子的数量和活动能力(宁艳花和刘秀芳,2007),导致雄性不育或子代畸形(虎明明等,2008a)。灭多威可使雌性大鼠的动情期延长、雌二醇(E2)含量升高、孕酮(P4)含量下降,这可能是灭多威发挥了拟雌激素样作用,影响了雌性大鼠的下丘脑-垂体-卵巢轴,使下丘脑和垂体分泌的雌二醇增加,调节和影响卵巢的周期性变化,造成动情期延长、孕酮含量降低(虎明明等,2008b)。有关灭多威的内分泌干扰作用是否具有可逆性的研究方面,目前的报道较少,且研究结论也存在很大差异。Mahgoub和El-Medany(2001)每天以17mg·L-1的剂量连续喂食大鼠2月,其血清睾酮含量显著降低,血清促黄体生成素(LH)、卵泡刺激素(FSH)、泌乳素含量显著升高,当大鼠停止喂药1月后,其血清睾酮含量仍显著低于对照组,血清促黄体生成素(LH)、卵泡刺激素(FSH)、泌乳素含量显著高于对照组,显示出灭多威的生殖毒性效应具有不可逆性。而Shalaby等(2010)每天以1.0和0.5mg·L-1的剂量连续喂食雄性大鼠65d,血清睾酮含量显著下降,停止喂药65d后,血清睾酮含量有所回升,认为灭多威的毒性效应具有一定的可逆性。上述研究结论之所以存在很大差别,可能与灭多威饲喂量及停药时间等因素有关。具体原因仍需深入研究。3.2.2mda和gsh机体会因环境中的污染胁迫而产生过量自由基(蔡文贵等,2012;巩秀玉等,2012)。自由基又称游离基,具有未配对的电子、原子、原子团、分子或离子,它们会攻击细胞膜,引起细胞膜发生脂质过氧化而生成脂质过氧化物(LPO),最终导致整个细胞功能失常,基因突变,蛋白质交联,造成细胞死亡。生物体在活性氧自由基反应引起的脂质过氧化过程中,并非处于被动受攻击状态,机体存在一套完备的抗氧化系统。该防御系统包括过氧化氢酶(CAT)、超氧化物歧化酶(SOD)、谷胱甘肽硫转移酶(GSTs)、谷胱甘肽过氧化物酶(GSH-Px)以及还原型谷胱甘肽(GSH)等物质,它们能够通过酶促和非酶促反应,解除化学诱变剂、促癌剂以及脂质和DNA氢过氧化物的毒性,保护正常细胞免受致癌和促癌因素的影响,在抗诱变、抗肿瘤以及保护细胞免受毒性化学物质的攻击中起着重要作用(李子牛等,2012)。灭多威能够影响组织器官的抗氧化酶活性,并对生物机体产生氧化损伤(El-Demerdashetal.,2012)。体外试验研究表明,灭多威能够降低人淋巴细胞GSH活性(Lohitnavy&Sinhaseni,1998)。对雌性大鼠的研究显示,灭多威能使大鼠血清SOD、GST含量显著升高,而使GSH、丙二醛(MDA)含量显著降低;使大鼠卵巢MDA含量显著升高,GSH、SOD、GST含量显著降低(虎明明等,2008b)。对雄性大鼠的研究显示,灭多威能使大鼠血清SOD、GST、GSH含量显著降低,MDA含量显著升高;使大鼠睾丸MDA含量显著升高,GSH、SOD、GST含量显著降低(虎明明等,2008a);攻毒后雄性大鼠的睾丸组织抗氧化能力减弱,抗氧化系统处于失代偿状态,导致脂质过氧化反应增强,氧自由基增多,从而影响睾丸的生精功能(虎明明等,2008a)。E1-Khawaga(2005)研究显示,以7mg·L-1的剂量一次性攻毒大鼠24h后,肝脏GSH、GR、GST、SOD、CAT活性显著下降。El-Fakharany等(2011)研究显示,以10mg·L-1的剂量连续喂食大鼠21d后,血清GST活性在攻毒后的24h显著升高,而在攻毒后21d则显著下降。El-Demerdash等(2013)以1mg·L-1的剂量喂食大鼠10、20、30d后,肾脏GSH、GST、SOD、CAT活性显著下降,并呈现出明显的时间-效应关系。机体抗氧化酶活性的变化(升高或降低)表示机体内的活性氧大量增加,并已扰乱机体抗氧化防御系统的正常功能(孟顺龙等,2007)。组织器官中SOD、GST等抗氧化酶含量降低,MDA含量升高,说明脂质过氧化增强,产生大量自由基,对机体造成刺激继而代偿,亦或是组织器官已经处于代偿失调状态而损害了生物体的正常机能;组织器官中SOD、GST等抗氧化酶含量升高,MDA含量降低,说明机体总体抗氧化能力增强,处于代偿状态,长期作用则会导致代偿失调而对机体产生损伤(虎明明等,2008b)。灭多威对抗氧化体系的影响程度与其用量有很大关系,低于某一用量对机体抗氧化系统不会产生显著影响,只有高于某一用量才会产生显著的氧化损伤,这一阈值与动物种类、规格、环境条件等因素相关。同时,灭多威对抗氧化体系的影响还具有组织器官差异性和作用时间差异性,同一生物体的不同组织器官可能会有不同的响应,作用时间不同抗氧化酶活性的响应程度也不同,这可能是由于灭多威有其特定的作用靶组织等因素造成的。Mansour等(2009)研究了浓度分别为0.10、0.50、1.00、1.50和2.00mmol·L-1的灭多威对大鼠抗氧化体系的影响,结果表明,灭多威导致红细胞溶解率增加,并具有剂量-效应关系,且当灭多威浓度>1.00mmol·L-1时大鼠红血球溶解显著,而当灭多威浓度<0.50mmol·L-1时,红血球溶解现象不明显;红血球SOD活性随灭多威浓度的增加而降低,具有明显的剂量-效应关系,且当灭多威浓度>0.50mmol·L-1时红血球SOD活性显著降低,而当灭多威浓度<0.10mmol·L-1时,红血球SOD活性无显著变化;红血球GST活性随灭多威浓度的增加而降低,具有明显的剂量-效应关系,且当灭多威浓度>0.50mmol·L-1时,红血球GST活性显著降低,而当灭多威浓度<0.10mmol·L-1时,红血球GST活性无显著变化;红血球脂质过氧化物(LPO)含量随灭多威浓度的增加而增加,具有明显的剂量-效应关系,且当灭多威浓度>1.00mmol·L-1时,红血球LPO含量显著增加,而当灭多威浓度<0.50mmol·L-1时,红血球LPO含量无显著变化。Li等(2008)研究了浓度分别为0.043、0.085、0.142和0.213mg·L-1的灭多威对麦穗鱼肝脏和肠道GST活性的影响,结果表明,试验期间肠道GST活性无显著变化;肝脏GST活性变化和灭多威浓度和作用时间有关,24h时肝脏GST活性无显著变化,96h时0.085~0.213mg·L-1浓度组的肝脏GST活性显著下降40%以上,而0.043mg·L-1浓度组的肝脏GST活性无显著变化。3.2.3对大鼠肝脏组织结构的影响灭多威对生物体组织器官具有一定的损伤作用。对哺乳动物鼠类的研究显示,灭多威能对大鼠肝脏、肾脏、肺、睾丸、脾脏产生明显损伤,每天以2mg·kg-1的灭多威连续喂食大鼠3月,能够显著增加肝细胞的有丝分裂速度,导致大鼠肝细胞凋亡和细胞坏死,损害肾小球、肾小管和肾间质组织,引起肺部支气管上皮组织和输精管上皮组织坏死,导致输精管萎缩,降低脾的重量和脾细胞活力(Radadetal.,2009)。每天以17mg·L-1的剂量连续喂食大鼠2月,大鼠输精管退化,内部组织被破坏(Mahgoub&El-Medany,2001)。Shalaby等(2010)研究认为,灭多威能使大鼠精子发生细胞功能退化和坏死,输精管内腔产生细胞残骸。王淑琴等(1991)研究认为,经灭多威攻毒后的大鼠肝细胞有坏死、浊肿和核固缩现象,肾小管上皮细胞有浊肿和核固缩现象;可见到部分线粒体明显肿胀,表现为变大、变圆、透明度增加,脊变短、断裂、脱落乃至消失,少数线粒体由于肿胀而破裂;整个肝细胞呈轻度变性;肾小管近曲、远曲立方上皮细胞内线粒体肿胀,细胞基底部皱褶被破坏、空泡增多,并认为0.25mg·kg-1的灭多威对大鼠是无作用剂量。El-Fakharany等(2011)研究显示,以10mg·L-1的剂量连续喂食大鼠21d后,肝脏、肾脏组织结构在攻毒后的24h未发生明显变化,而在攻毒后21d则受到明显损伤。对水生生物斑马鱼等的研究显示,灭多威能使斑马鱼肝细胞溶解或细胞核溶解,造成肝组织发生局部坏死,破坏肝细胞的再生能力,对肝脏造成不可逆损伤(胡俊西等,2009)。同时,灭多威对鱼类的毒性表现在对鳃、肝、卵巢等一些实质性组织器官的损坏,且对鳃、肝、卵巢等组织器官的损坏方式有所不同,对鳃主要是通过破坏鳃小片,堵塞鳃丝和破坏基部血管的方式影响鱼鳃的功能;对肝脏主要是破坏细胞索,产生空泡,溶解肝细胞核;对卵巢主要是改变组织液,使卵不易吸收营养,从而发白浑浊(胡俊西等,2009)。El-Demerdash等(2012)研究认为,灭多威能够对大鼠肝脏产生损伤,影响肝脏的细胞代谢、细胞渗透性和肝脏的解毒功能。当前,有关灭多威对生物性腺重量影响的研究较少,且结论不一。王淑琴等(1991)以0.5mg·kg-1的灭多威剂量对大鼠连续经口染毒90d,大鼠性体比(睾丸与体重比)明显增大并与对照组差异显著。Shanthalatha等(2012)以5mg·kg-1的灭多威剂量对雌性大鼠连续经口染毒90d,大鼠体重以及卵巢、子宫和输卵管的相对重量均显著降低,停药1月后,上述组织器官重量未恢复。Shalaby等(2010)以1.0和0.5mg·L-1的剂量连续喂食雄性大鼠65d,大鼠的睾丸、精囊、前列腺重量显著下降,而停止喂药65d后,睾丸、精囊、前列腺的重量有所回升,显示出灭多威的毒性效应具有一定的可逆性。3.3对外周血淋巴细胞dna损伤效应和微核试验研究具有遗传毒性的物质能够使机体细胞内的遗传物质发生突变(基因突变或染色体畸变)。在生物的进化过程中,因为只有遗传物质发生突变才能有生物新种类的形成,故突变有其有利的一面。但是各种外来化合物对水生生物或人类引起的各种突变的结果,对健康则多存在较大的潜在威胁,可以导致癌症等疾病的发生。当前,有关灭多威的遗传毒性研究较少,且结论不一(李少南,1997)。早期研究一般认为,灭多威对生物未表现出致癌、致畸、致突变作用,但随着研究手段和技术的进步,近期的研究则多认为灭多威能够导致微核率增加、染色体畸变,影响姊妹染色单体交换等,具有明显的基因毒性(Xiangetal.,2012),可能会对生物产生致癌、致畸、致突变作用。灭多威对人的体外试验研究显示,其能导致人淋巴细胞染色体畸变,且畸变率随染毒浓度的增加而增加,并在0.02~0.18mmol·L-1范围内呈明显的剂量-效应关系;能引起细胞微核率升高,并呈明显的剂量-效应关系(Bonattietal.,1994)。同时,有关灭多威对人外周血淋巴细胞DNA损伤效应的彗星试验研究显示,灭多威20~200μg·L-1的彗星指标显著高于去离子水组,表明灭多威可导致人外周血淋巴细胞DNA损伤(孙肖瑜等,2010)。有关灭多威对哺乳动物鼠类的遗传毒性研究方面,王淑琴等(1991)通过Ames实验、大鼠骨髓细胞SCE实验、小鼠骨髓PCE微核实验、小鼠精子畸变实验和UDS实验等显示,灭多威以1.5mg·kg-1的剂量连续作用90d,对大鼠无显著的致畸、致突变作用。孙肖瑜等(2010)研究认为,在0.02~200μg·L-1条件下,所有剂量组均未显著诱导鲤鱼血红细胞微核率上升,未观察到明显的染色体损伤效应;且各剂量组的Ames试验结果均为阴性,但高剂量组灭多威的某些菌株回变菌落数显著高于自发回变组,虽未超过自发回变数的2倍,却有增加的趋势,表明存在一定的致突变风险。染色体畸