实验动物学第十一章

实验动物学第十一章第1页，课件共44页，创作于2023年2月

动物实验技术是实验动物科学的主要组成部分，是生命科学研究的主要手段之一。它包括动物实验的设计，实验动物的选择、应用；实验设备的应用；试剂、样品的筛选、配制、应用；实验后实验动物的饲养、观察、实验样品的采集、处理等多方面的知识。在生命科学研究的各个学科都有其不同的应用，实验方法也是多种多样的。但一些基本技术是许多学科的实验都要应用的，我们称为常用动物实验技术，是动物实验工作者必须掌握的基本功。第2页，课件共44页，创作于2023年2月一、动物实验前应注意的问题动物实验前要做好充分的准备，选择好合格的实验场所，实验后动物的饲养场所等。动物实验人员要取得动物实验人员岗位证书，熟练掌握动物实验技术。1、要在动物实验前一周领取动物，在实验饲养环境内饲养观察一周，以使动物适应饲养环境。2、每天测量动物体温，并记录室内温、湿度等。3、实验前不要使动物感到异常。4、注意消毒，不要使动物离开等级饲养设施，尤其是使用独立送风笼具或层流柜进行动物实验饲养时要严格按操作规程进行。5、实验中要做好记录，包括实验起始时间，环境条件等。第3页，课件共44页，创作于2023年2月二、动物的购入领取或购入实验动物前要注意以下几个问题：1、领取动物前要按计划检查各项准备工具，如笼具数量、饮水瓶、饲养环境卫生、消毒、饲料等。2、购入动物时要索取所购动物的质量合格证，包括合格证批号，动物的品种、品系、年龄、体重等，并有签发人签字盖章。3、同时购入相应的饲料和垫料。4、运输时要注意防止途中污染和动物窒息死亡，注意保持温度、湿度。长期运输还要给予足够的饮水和饲料。5、运输动物要用相应等级的笼器具，例如运输清洁级动物要用带有空气过滤膜的无菌运输罐或带过滤帽的笼盒，并严格检查密封状况。第4页，课件共44页，创作于2023年2月三实验动物的抓拿、保定、编号、分组和除毛（一）抓取和固定

在动物实验中必须首先抓取并固定动物，正确地抓取固定动物是为了不损害动物健康，不影响观察指标，防止被动物咬伤，保证实验的顺利进行。同种动物往往有几种不同的固定方法，有些单位还有自己的习惯的方法。但不管用什么方法，实验者必须了解动物的一般习性。操作小心仔细，大胆敏捷，熟练准确，切不可粗暴，恐吓动物。本节介绍一些常用的方法。

第5页，课件共44页，创作于2023年2月1、

小鼠的抓取固定：图1、小鼠的抓取固定方法

第6页，课件共44页，创作于2023年2月2、

大鼠的抓取固定：

图2、大鼠保定法之一第7页，课件共44页，创作于2023年2月也可用无纺布巾或无纺布三角袋包起大鼠进行固定。

图3、无纺布方巾包裹大鼠固定为防止大鼠咬伤也可戴上帆布手套。第8页，课件共44页，创作于2023年2月3、

豚鼠的抓取固定：图4、豚鼠的抓取第9页，课件共44页，创作于2023年2月4、家兔的抓取固定

图5、家兔的抓取第10页，课件共44页，创作于2023年2月

兔的固定方法常用的有手法固定、盒式固定和台式固定法。手法固定常用于灌胃给药，人坐在椅子上用一只手抓住颈背部毛皮，另一只手抓住两后肢放入大腿之间用双腿夹住兔下半身，空着手抓住两前肢固定之，抓颈背的手同时捏住两个耳朵，不让头部转动。盒式固定用于耳部采血和耳部血管注射，把兔放入盒或筒内，前方露出头部。第11页，课件共44页，创作于2023年2月。

图6、兔的盒式固定第12页，课件共44页，创作于2023年2月台式固定适用于测血压、呼吸等实验或进行手术操作（图10）。图7、家兔的台式固定第13页，课件共44页，创作于2023年2月让麻醉兔仰卧，用线绳依次将四肢系扎在固定器两侧，把头部放在金属制的首枷和嘴环上固定。如果做头部手术，可用马蹄形固定器固定头部，固定时先剪去两侧眼眶下部的皮毛，暴露颧骨突起，调节固定器两端的尖头金属棒，使其正好嵌在突起下方的凹陷处，然后在适当的高度固定金属棒（图11）。图8、兔的马蹄形固定第14页，课件共44页，创作于2023年2月5、家犬的抓取固定

经过驯服的家犬，例如Beagle犬，抓取是比较方便的。未经驯服的较凶恶的狗，要用特制的钳式长柄狗夹挟住狗颈部，将狗按倒在地，系上脖套和铁链条。急性实验用犬可将狗嘴绑住，再将其四肢固定好。在给狗进行静脉给药或采血等操作时可用架式悬吊固定法或用箱式固定法。箱式固定法类似家兔的盒式固定法，自制犬箱，将犬牵入，使犬不能回身，盖上箱盖前端卡住狗颈，使犬头露在箱外（卡颈处的箱盖和箱前端合拢后应为圆形，仅容犬颈存在，犬头不能缩回），犬即站立在犬箱内，犬箱的侧面可为栅栏式，可伸手随意牵出犬腿。

第15页，课件共44页，创作于2023年2月（二）编号和个体标记

动物实验中，为了区别和观察每一个动物，必须对动物进行标记和编号，要根据动物的种类、数量和实验时间的长短来选择合适的标记方法，标记方法要保证号码耐久、清楚、简便、易认、适用。常用的方法有以下几种：

1、染色法：用毛笔或棉签蘸取化学药品在动物身体明显部位进行涂染。常用的染色剂有0.5%中性品红溶液（红色），3—5%苦味酸溶液（黄色），2%硝酸银溶液（咖啡色）和煤焦油溶液（黑色）。染色法常用于实验同期短的实验，方法简单，动物无疼苦损害，但常因动物磨擦、舐毛，尿、水浸、被毛脱落等而脱落，因此不适用长期的实验。第16页，课件共44页，创作于2023年2月2、挂牌法：用带号码的金属牌固定在动物的耳上或挂在脖颈上，常用铝牌，可以反复使用不生锈，常用于家兔、豚鼠和猫、家犬、猴等动物。在兔耳上固定时要将号码牌的尖端避开血管，穿过耳壳，在耳的内侧面将其折曲固定。3、耳缘剪孔法：在动物的耳边缘剪出不同的缺口或打成不同的小孔进行标记的方法。剪耳缘和打孔后要注意防止伤口感染，可用消毒滑石粉涂沫在打孔局部。4、烙印法：烙印法是把编号烙压在动物身上，如狗可将号码烙在被毛上，其他动物（主要为兔）可用刺数钳在耳上刺上号码，然后用棉签蘸溶在酒精中的染料（如黑墨）涂沫。

5、形态特征标记法：可用于豚鼠、家犬等，根据动物形态颜色特征编号

6、笼子编号：用笼号作为个体号，但千万注意不要把动物放错笼盒。第17页，课件共44页，创作于2023年2月（三）、分组

进行动物实验，常常需要把选择的动物按需要分成若干组。1、分组的原则：按随机分配的原则，使每一只动物都有同等机会被分配到各个组，包括各个实验组和对照组。以避免各组之间的差别，保证实验结果准确，有利于统计检验。应避免人为因素，要随机将动物编号；若分两组进行，可把双数做为一组，单数做为一组；若分为多组时可用统计学的随机数字表进行完全随机化分组。每组动物的数量要根据实验周期的长短，实验的类型和统计学要求而定。慢性、周期长的实验或实验中要定期处死动物检验的实验，使用的动物数量就多一些，以补充动物自然死亡和人为处死丧失的数量，保证有合乎统计学要求的动物数量。

第18页，课件共44页，创作于2023年2月2、建立对照组：一般动物实验都要设立对照组，常设的对照组有以下几种（1）、自身对照：用每个动物实验处理前和实验处理后的各项相关数据进行对照，就分别是对照组和实验组的实验结果。用每个实验动物自身对比，可排除个体间的差异。（2）、平行对照组：设两个对照组，正对照和负对照组；对实验组给以实验处理；对照组也给予同样的实验处理手段，但处理时不给予实验所要的药物（或样品）；而负对照组则不给任何处理。 还有一些其他的设立对照组的方法，可根据实验的需要进行设置。第19页，课件共44页，创作于2023年2月（四）、被毛去除

1、剪毛法：2、拔毛法： 3、剃毛： 4、脱毛法：用化学药品脱去被毛。先将被毛剪短，然后用棉球蘸取脱毛剂，在欲脱毛部位涂一薄层，2—3分后用温水洗去脱下的被毛，用纱布擦干。常用于犬等大动物的脱毛剂配方为：硫化钠10g，生石灰15g，溶于100ml水中。用于兔、鼠等小动物脱毛剂为：①硫化钠3g，肥皂粉1g，淀粉7g，加适量水调成糊状。②硫化钠8g，淀粉7g，糖4g，甘油5g，硼沙1g，加水75ml。③硫化钠8g溶于100ml水中。第20页，课件共44页，创作于2023年2月四实验动物的麻醉

实验中为了减少动物痛苦和不适，保证动物安全，使动物服从操作，确保实验顺利进行，常常需要对动物进行麻醉。因动物品种不同，实验的方法不同，麻醉的方法也不同。（一）常用的麻醉药1、常用局部麻醉药

（1）0.5—1%普鲁卡因（Procaine,又名奴佛卡因，Novocain）毒性小，见效快（注射后1—3min），作用时间短（30—45min），常用于局部浸润麻醉。（2）利多卡因（Lidocaine,又名赛罗卡因，Xylocaine）注身后见效快，作用时间稍长，组织穿透）性好，用于大动物神经干阻止效果好，也用于局部浸润麻醉（0.25％－0.5％）。局部浸润用0.25—0.5%水溶液，神经干组织用1—2%水溶液。2、全身麻醉药：常用实验动物全身麻醉药及其用法和剂量

见表格.第21页，课件共44页，创作于2023年2月（二）麻醉前的准备和麻醉方法的选择

1、麻醉前的准备（1）麻醉前禁食，一般在麻醉前12h禁食。（2）大动物如犬、猴、羊、猪等可给予一定量的安定剂和阿托品类药物，以减轻动物的紧张和唾液分泌。（3）准备好麻醉器具和应急药品。2、麻醉方法的选择实验动物麻醉方法的选择要根据实验动物的种类、品系；实验的方法、类型、时间的长短；麻醉方法和麻醉药的特性，麻醉的设备、条件进行考虑，例如实验时间短可采用吸入性麻醉或短效麻醉药；心脏、肺部手术实验，采用气管内插管控制呼吸的方法；犬、猴等适于静脉麻醉，鼠类动物常用腹腔注射麻醉，也可以用联合麻醉的方法，例如先用乙醚吸入的方法将大鼠麻醉，再腹腔注射麻醉药的方法。第22页，课件共44页，创作于2023年2月（三）、常用的麻醉方法

1、全身麻醉： （1）注射麻醉： （2）吸入麻醉： （3）气管内插管麻醉： 2、局部麻醉： （1）局部浸润麻醉： （2）区域阻滞麻醉：（3）神经干（丛）阻滞麻醉：（4）椎管内麻醉：（5）表面麻醉：第23页，课件共44页，创作于2023年2月.实验动物给药途径和方法

实验动物给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物的种类、药物的剂型、剂量等情况确定。常用的有经消化道给药和注射法给药。另外还有涂布法（经皮肤）、吸入法（经呼吸道）等方法。（一）经消化道给药受试物质经口给入，常用下列几种方式 1、口服法：把药物混入食物或溶于饮水中让动物自动食入。第24页，课件共44页，创作于2023年2月2、灌胃法：为准确掌握给药剂量常用灌胃法。用灌胃器将应投给的药物灌到动物胃内。灌胃器由注射器和灌胃针组成。灌胃针为特制的，小鼠灌胃针长4—5cm，直径约1mm，大鼠灌胃针长6—8cm，直径1.2mm。灌胃针的尖端焊有一小金属球，以防插入时损伤消化道，针的前端可以弯成20°左右的角度。犬、猫、兔等常用导尿管作为灌胃管。操作前，将灌胃针（或管）按在注射器上，先大致测一下从动物口腔到胃内的位置的长度（从动物口角到最末一根肋骨前端的长度），估计灌胃针插入的深度。成年动物插入的深度一般是小鼠3—4cm，大鼠和豚鼠4—6cm，兔约15cm，犬约20cm。常用灌胃量小鼠0.2—1ml，大鼠1—4ml，豚鼠1—5ml，兔80—150ml，狗200—500ml，猫100—150ml。鼠类的灌胃：用左手拇指和食指抓住两耳间和颈后皮肤固定头部，其他三指抓住背部皮肤，将鼠握持在左掌中，小鼠可用无名指和小指夹住固定一侧后肢。使动物腹部向上，头部向上有一个倾斜度。右手持灌胃器，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，进入相当深度进入胃内，回抽注射器针栓，如无空气抽回（以防插入气管）即注入药液（图15）。第25页，课件共44页，创作于2023年2月图9、大鼠的灌胃

第26页，课件共44页，创作于2023年2月

兔、猫、犬的灌胃：将动物固定，再将开品器固定于动物口中，压住舌头，将适宜粗细的灌胃管从开口器的小孔插入动物口中，沿上腭壁慢慢插入食道，进入适当深度进入胃内。为防止进入气管要慢，要轻，可用动物毛在导管外试一下，观看动物呼吸时毛有无摆动，或将导管外端浸入水中，看是否有气泡逸出，查看是否在气管内。如证实确在胃内，联结注射器将药物推入。第27页，课件共44页，创作于2023年2月

动物种类体重（g）最大容积(ml)

小鼠>301.025~300.820~240.5大鼠.>3008.0250~3006.0200~2494.0~5.0100~1993.0豚鼠>3006.0250~3004.0~5.0家兔>35002002500~3500150200~2400100猫>3000100~1502500~300050~80狗10000～15000200～50011-表2各种动物一次灌胃能耐受的最大容积（魏泓，1998年）第28页，课件共44页，创作于2023年2月（二）注射法给药 1、皮内注射：注射量：小鼠最多不得超过0.05ml，豚鼠、大鼠、兔一般为0.1ml。 2、皮下注射： 3、肌肉注射： 4、腹腔注射：图16）图10、小鼠腹腔注射小鼠的一次注射量为0.1—0.2ml/10g（体重）。大鼠一次注射量为1—2ml/10g体重。第29页，课件共44页，创作于2023年2月5、静脉注射：静脉注射根据动物的种类不同，选择不同的静脉血管。注射药物，一般只限于液体药物，如果是混悬液，可能会因悬浮粒子较大而引起血管栓塞。小鼠和大鼠的静脉注射：常选用尾静脉。鼠的尾静脉共有3根（图17）。

图11、鼠尾部血管左右两侧和背侧各一根，两侧尾静脉比较容易固定，常被采用。注射量一般为0.5ml为宜。第30页，课件共44页，创作于2023年2月11-表3、不同动物所使用针头型号和投入量（ml）（孙敬方）动物灌胃皮下肌肉腹腔静脉

小鼠使用针头9（钝头）5554给药量10.40.410.8大鼠使用针头腰穿针6665给药量2（钝头）10.424豚鼠使用针头静脉切开针6675给药量310.545兔使用针头导尿管（10）6676给药量2022510猫使用针头导尿管（10）7776给药量2022610蛙淋巴囊注射最大量1ml/只

第31页，课件共44页，创作于2023年2月（三）其他途径给药

呼吸道给药：呈粉尘、气体、蒸汽或雾水等状态的药物或毒气通过呼吸道吸入。如锯末烟雾吸入制作慢性气管炎动物模型等。皮肤给药：鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用、光感作用等需经皮肤给药，如用豚鼠进行化妆品的刺激、致敏作用实验；经兔腹部皮肤给予血吸虫尾蚴，制做血吸虫动物模型等。还可以根据需要经直肠内给药、关节腔内给药、淋巴囊内给药、脊髓腔内和脑内给、鼻内接种等途径。第32页，课件共44页，创作于2023年2月（四）实验动物用药量的确定动物的用药量一般因动物种类而异，也与给药的方法有关，一般按mg/kg计算，应用时应查阅有关资料，如查不到，可选用致死量的1/10—1/5进行尝试，也可以用其它动物或人的剂量来换算。一般来说，动物的耐受性比人大，因此单位体重的用药量比人要大，大鼠、小鼠为人的25—50倍，兔、豚鼠为15—20倍，狗、猫为5—10倍。第33页，课件共44页，创作于2023年2月六实验动物的采血技术方法

动物实验中常常需要采取动物的血液进行检查和分析，所以必须熟练地掌握动物的采血方法。采血方法依动物的种类和采血的血量不同。静脉采血，若需反复多次。应先从远心端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。大、小鼠的采血1、剪尾采血：需血量少时可用此方法。小鼠每次采血约0.1ml，大鼠约0.4ml。为了多次反复取血应尽量从鼠尾末端开始。2、摘眼球采血：此法常用于鼠类大量采血3、眼眶后静脉丛采血：小鼠一次可采血0.2—0.3ml，大鼠一次可采0.5—0.1ml（图18）。第34页，课件共44页，创作于2023年2月

图12、大鼠后眼框静脉丛取血方法

第35页，课件共44页，创作于2023年2月4、颈静脉或颈动脉采血：5、断头采血：6、心脏采血：

第36页，课件共44页，创作于2023年2月七、实验动物体液、骨髓的采集（一）、尿液的采集

常用的采集方法较多，一般在实验前需给动物灌服一定量的水。1、代谢笼法此法较常用，适用于大、小鼠。将动物放在特制的笼内（图19）。动物排便时，可以通过笼子底部的大小便分离漏斗将尿液与粪便分开，达到采集尿液的目的。第37页，课件共44页，创作于2023年2月图13、大小鼠代谢笼装置由于大、小鼠尿量较小，操作中的损失和蒸发，各鼠膀胱排空不一致等原因，都可造成较大的误差，因此一般需收集5小时以上的尿液，最后取平均值。第38页，课件共44页，创作于2023年2月八动物实验后的有关问题（一）、实验后的护理动物实验后应在相应等级的动物饲养设施内饲养观察。无菌动物、SPF级动物和清洁级动物饲养要严格执行操作规程，每天做好饲养及观察记录。普通级动物实验后也应在普通级饲养环境内饲养观察，每天做好环境条件数据记录：天气、室温、湿度等。切不可在普通的实验室内、房间内等处饲养观察动物。第39页，课件共44页，创作于2023年2月（二）、实验动物的处死

实验动物的处死，有的是因中断实验而淘汰动物的需要，有的是因实验结束后做进一步检查的需要，有的是为保护健康动物而处理患病动物的需要。处死实验动物应遵循动物安乐死的基本原则。注意：①保证操作人员安全。当用乙醚或三氯甲烷处死动物时，从人的安全及实验条件来看还有不少问题，尽量不要使用。②不能影响实验检查的结果，而且处死方法应易于操作。③尽可能缩短致死时间，即处死开始到动物意识消失的时间。④确认动物是否已被处死不能只看呼吸是否停止，还要看神经反射、肌肉松弛等状况。⑤尽量避免动物产生惊恐、挣扎、叫喊，尽量减少动物的疼痛、痛苦。⑥处死动物是一件令人不愉快的事情，禁止无关人员参加。实验动物处死的方法很多，常用的无痛苦死亡的处死方法有颈椎脱臼法、过量麻醉法。此外，还有断头法、毒气法、放血法、空气栓塞法等。实验人员可根据实验目的、动物种类等因素选择不同的处死方法。第40页，课件共44页，创作于2023年2月1、颈椎脱臼法:所谓颈椎脱臼法，就是使动物的颈椎脱臼，断开脊髓使动物致死。看起来很残酷，但能