动物生理学实验1ppt课件

动物生理学实验,动物医学系 伍 莉,实验一 动物生理学实验常用仪器 实验基本操作技术 PCLAB-UE生物机能实验系统简介及使用,1 动物生理学实验的地位 本共27学时，属专业基础课程。 成绩计算：报告及修改（红笔）60%， 笔试考试30%，考勤10%。 2 动物生理学实验的目的 掌握基本实验方法； 掌握主要仪器的操作方法； 掌握生理实验基本技能； 分析实验结果、写出规范的实验报告。,3 动物生理学实验的要求 实验前：做好实验准备工作。 实验中：学生领取器材，教师简要讲解实验 原理、关键步骤、实验要求等。 实验后：归还实验用品，动物尸体按指定位 置放置，轮流打扫清洁卫生；转 录、整理实验结果，及时上交实验 报告。,4 常用生理仪器的使用 4.1 刺激系统 刺激器 刺激电极：普通电极、保护电极、锌铜弓 4.2 引导、换能系统 血压换能器：主要用于血压和其他通过液体传导信 号的换能。 张力换能器：主要用于肌肉收缩和其他位移信号的 换能。,4.3 放大系统（信号调节） 放大器：可将生物电信号放大1000倍以上。 4.4 显示、记录系统 生理记录仪：常用有二道、四道及八道生理记录仪等，一个通道可记录一个信号。 计算机生物信号采集处理系统：PCLAB-UE计算机生物信号采集处理系统。,5 动物生理实验基本操作技术 5.1 手术器械 刀：姿势有指压式、执笔式及反挑式等。 剪：外科剪、眼科剪、毛剪、骨剪、普通剪。 镊：眼科镊、外科镊。 钳：止血钳、持针钳、创巾钳。 其他：探针、玻璃分针、蛙板、锌铜弓、蛙心夹、 动脉导管、气管插管、蛙肌槽等。 5.2 动物选择：健康动物。,5.3 动物的麻醉 麻醉前准备：P34。 （1）药物选择：熟悉药品特点，根据实验内容合 理选用麻醉药。 33%乙醇生理溶液：57 mL/kg，耳缘静脉注射。 速眠新（846）：0.10.2 mL/kg，皮下注射。 （2）麻醉前核对药名，检查药品有无变质。 （3）狗、猫等呕吐中枢发达的动物在手术前应禁食12 h，以减轻呕吐反应。 （4）需在全麻下进行手术的动物，可适当给予麻醉辅 助药，如皮下注射吗啡镇静止痛，注射阿托品减 少呼吸道分泌物产生等。,麻醉效果观察 呼吸：呼吸加快且不规则，麻醉过浅；呼吸规则且平 稳，已达麻醉深度；呼吸变慢，且以腹式呼吸 为主，麻醉过深，动物有生命危险。 反射：角膜反射灵敏，麻醉过浅；角膜反射迟钝，麻 醉程度适宜；角膜反射消失，伴瞳孔散大，则 麻醉过深。 肌张力：肌张力亢进，麻醉过浅；全身肌肉松弛，麻 醉合适。 皮肤夹捏：用止血钳夹捏动物皮肤，观察皮肤的反应。,麻醉注意事项 （1）正确选用药品、用药剂量及给药途径。 （2）静脉麻醉时，先将总量的1/3快速注入，使动物迅速渡过 兴奋期，余下2/3 缓慢注射，并观察动物状态及反应， 以准确判断麻醉深度。 （3）需补充麻醉药时，一次补量不超过总量的1/5 。 （4）麻醉中应随时保持呼吸道通畅，注意保温。 （5）在手术操作复杂、创伤大、实验时间较长或麻醉深度不 理想等情况下，可配合局部浸润麻醉或基础麻醉。 （6）实验中注意体液平衡，防止酸中毒及肺水肿的发生。,6 器械打结 7.1 活结：用于家兔保定。 7.2 死结：用于血管、神经结扎。 要领：钳压线，线压钳。,实验二 计算机生物信号采集处理系统 1 系统组成与工作原理 PCLAB-UE由硬件和软件两部分构成，硬件主要完成对各种生物电信号（如心电、肌电、脑电）与非电生物信号（如血压、张力、呼吸）进行调理、放大，并对信号进行模/数（A/D）转换，使之进入计算机。软件主要对已经数字化了的生物信号进行显示、记录、存储、处理及打印输出，同时对系统各部分进行控制，与操作者进行人机对话。,2 主界面 从上到下依次分为：标题栏、菜单栏、工具栏、状态提示栏及采样窗、控制面板和数据窗等其他多个相应的子窗口组成。,3 使用方法 3.1 设置：标准配置，恢复出厂时的配置。 3.2 新建：选择实验项目，填写实验信息，进入实验窗口， 开始实验。 3.3 采样：记录实验数据。 3.4 控制面板参数调节： 通道功能调节； 刺激参数调节。 3.5 存储：文件保存位置：F：/，文件名：07动医3-呼吸 （左2）。 3.6 编辑： 打开原文件选择复制打开“工具”下的“画图”处理文件复制图片存盘到F：/。,家兔Hb、RBC脆性测定及影响血凝的因素观察 1 实验相关信息及目的 2 材料 2.1 动物 2.2 主要药品： 2.3 主要仪器： 3 实验方法：简述或按动物生理学实验方法进行1。 4 结果 4.1 家兔Hb、RBC脆性测定：见表1。 4.2 家兔血凝时间的测定：见表2。 表1 家兔Hb含量及RBC脆性测定 表2 不同因素对家兔血凝时间的影响 5 讨论 5.1 家兔Hb测定结果与对照比较，其值偏高，原因： 5.2 家兔RBC脆性测定结果与对照比较，其值，原因： 5.3 家兔血凝时间测定结果表明，时间长短，原因： 参考文献 1 陈杰，家畜生理学M，第四版，北京：中国家业出版社，23-34.,实验三 影响血液凝固的因素 红细胞脆性的测定 血红蛋白的测定,影响血液凝固的因素,1 实验目的 以凝血时间为指标，了解影响凝血的因素，加深 对生理止血过程的理解。 2 实验原理 血液凝固是一个酶解激活过程，有多种凝血因子 参与。根据凝血过程起动时凝血因子来源不同，可将 凝血分为内源性激活途径和外源性激活途径。,3 实验对象：家兔 4 方法与步骤 4.1 家兔的麻醉、保定与手术 33%乙醇溶液，6mL/kg，耳缘静脉注射。 4.2 颈动脉采血 4.3 试管准备 4.4 记录凝血时间,5 实验结果 表1 血液凝固及其影响因素,6 注意事项 6.1 采血过程要尽量快，以减少计时误差，对 比实验的采血时间要紧接着进行。 6.2 每支试管口径大小及采血量要相对一致， 不可相差太大。 6.3 判断凝血的标准要一致，一般以倾斜试管 达45时试管内血液不见流动为准。,红细胞脆性的测定 1 实验目的 学习测定红细胞渗透脆性的方法，理解细胞外液 渗透张力对维持细胞正常形态与功能的重要性。 2 实验原理 正常红细胞悬浮于等渗的血浆中，著置于高渗溶 液内，则红细胞会因失水而皱缩；反之，置于低渗溶 液内，则水进入红细胞，使红细胞膨胀。如环境渗透 压继续下降，红细胞会因继续膨胀而破裂，释放血红 蛋白，称之为溶血。红细胞膜对低渗溶液有一定的抵 抗力，这一特征称为红细胞的渗透脆性。,3 实验对象：动物种类不限 4 方法与步骤 4.1 溶液配置 表2 不同浓度NaCl溶液配制,4.2 制备抗凝血：柠檬酸钠作抗凝剂。 4.3 加抗凝血：每只试管加1滴。 4.4 观察结果 未溶血试管：液体下层有大量红细胞下沉，上层为无色透明，表明无红细胞破裂。 不完全溶血试管：液体下层有红细胞下沉，上层出现透明淡红色，表明部分红细胞已经破裂，称为不完全溶血。 完全溶血试管：液体完全变成透明红色，管底无红细胞下沉。,5 实验结果 表2 家兔Hb含量及RBC脆性测定,6 注意事项 6.1 试管要干净； 6.2 配液要准确； 6.3 加血量要一致； 6.4 轻轻混匀，减少溶血机会； 6.5 静置时间不少于30min。,血红蛋白的测定 1 实验目的 掌握比色法测定动物血红蛋白含量的方法。 2 实验原理 血红蛋白的颜色与氧结合量有关，当用一定的氧 化剂将其氧化时，可使其转变为稳定、棕色的高铁血 红蛋白，而且颜色与血红蛋白的浓度成正比。因此， 可与标准色板进行对比，求出血红蛋白的浓度，即每 升血液中含血红蛋白的克数（g.L-1）。,3 实验对象：动物种类不限 4 方法与步骤：使用沙里氏血红蛋白计测定。 比色法是用HCl使血红蛋白酸化形成粽色的高铁 血红蛋白，然后和标准比色板进行比色。 （1）血红蛋白计由标准比色箱和测定管组成。测定管 两侧有刻度，一侧为血红蛋白量的绝对值，以每100 mL血液中所含血红蛋白的克数表示；另一侧为相对 值，以（即相当于正常平均值的百分数）来表示。,（2）测定方法 血红蛋白吸管清洁：自来水蒸馏水无水乙醇。 将0.1N盐酸加入测定管中至刻度“2”处。 用血红蛋白吸管吸取20L血液，将血液吹入盐酸中，并利用上层盐酸将吸管反复洗涤多次（避免起泡）。 酸化10min后，逐滴加入蒸馏水，边加边混匀并与标准比色板比较，至二者颜色相同为止。 读数即为每100mL血液中血红蛋白的克数。,【注意事项】 （1）血红蛋白吸管和比色管要清洁； （2）吸取血液要准确，避免起泡； （3）滴加蒸馏水要准确； （4）酸化时间不能少于10min； （5）在自然光下比色。,实验报告的撰写 1 实验原理 2 材料与方法 2.1 主要器材 2.2 主要药品 2.3 实验动物 2.4 实验方法 2.4.1 Hb测定：按动物生理学实验85页方法进行1。 2.4.2 RBC脆性测定：按动物生理学实验90页方法进 行1。 2.4.3 影响血液凝固因素：按动物生理学实验97页方 法进行1。,3 实验结果 3.1 家兔Hb含量及RBC脆性测定：见表1。 表1 家兔Hb含量及RBC脆性测定,3.2 不同因素对血液凝固时间的影响 表2 血液凝固及其影响因素,4 分析与探讨 4.1 本次实验家兔Hb测定结果比对照高（或低、或基本一 致），从操作过程方面说明原因：。 4.2 本次实验家兔RBC脆性测定结果，最小抵抗比对照组高（或 低、或基本一致），最大抵抗，从操作过程方面说明 原因：。 4.3 家兔凝血时间测定结果表明，处理能加快（抑制或不 凝）血液凝固，为什么？管加CaCl2后凝固，为什么？ （从凝血机制分析） 5 参考文献 1 杨秀平. 动物生理学实验M. 北京：高等教育出版社，2004. 85-99. 2 邹永新，郭予强. 我国鸭病毒性疾病的发生和流行概况J.中国兽医杂 志，2002（6）：38-40.,实验四 心肌收缩的特点 【实验目的】 学习蟾蜍心脏活动描记的方法，观察心肌收缩的特点。 【实验原理】 心肌的有效不应期特别长，几乎占据了整个收缩 期和舒张早期。在此期内任何刺激均不能引起心肌收 缩。因此心肌不会产生强直收缩，心脏总是有节律的 舒缩。在心脏舒张早期之后，给心肌一次有效刺激， 会引起心脏一次期前收缩，紧接着出现一次较长的间 歇代偿间歇。,【实验对象】蛙或蟾蜍 【实验药品】任氏液 【实验方法与步骤】 1.实验准备 （1）在体蛙心制备：取蛙一只，破坏脑、脊髓，仰卧固定于蛙板上。左手持镊子提起胸骨后端的皮肤剪一小口，然后向左、右两侧锁骨外侧剪开皮肤、肌肉，剪断左右锁骨，使创口呈一倒三角形，充分暴露心脏部位，并用眼科剪剪开心包膜，彻底暴露心脏。,（2）观察心脏的结构 识别蛙心脏。自心脏腹面可观察到心室、 心房、动脉球和主动脉。用玻璃分针向前翻转 蛙心，暴露心脏背面可观察到静脉窦和心房。 （3）连接实验装置 将蛙心夹上的细线与张力换能器相连，让 心脏搏动信号传入计算机生物信号采集处理系 统。将铜丝与心室接触良好并固定稳妥后，与 刺激器的输出连接。,2.实验项目 （1）描记正常曲线，观察曲线的收缩相和舒张相。 （2）用中等强度的单个阈上刺激在收缩期刺激心室， 有何变化？为什么？ （3）用中等强度的单个阈上刺激在舒张中后期刺激心 室，有何变化？为什么？ （4）心肌“全或无”反应：用丝线在静脉窦与心房之 间作一结扎，心脏停止跳动。然后给予阈下及不 同强度的阈上刺激，观察蛙心收缩强度的变化。,【结果及分析】 1.心缩期单个阈上刺激，心脏有何变化，为什么？ 2.心舒期单个阈上刺激，心脏有何变化，为什么？ 3.第一结扎后，心房、心室活动有何变化，为什么？ 4.阈下刺激心脏的收缩曲线幅度有何变化，为什么？ 5.不同强度阈上刺激，心脏收缩曲线幅度有何变化，为什么？,【注意事项】 1.破坏蛙的大脑和脊髓要彻底。 2.经常给心脏滴加任氏液，以保持心脏适宜的环境。 3.张力传感器与蛙心夹之间的丝线应保持适宜的紧张度。 4.铜丝与心室接触良好的同时，还应尽量不让其阻碍心脏的自发收缩。,实验四 蟾蜍心肌收缩的特点,1 实验相关信息及目的 2 实验原理 3 材料 3.1 动物 3.2 主要药品：任氏液 3.3 主要仪器：计算机生物信号采集系统、张力换能器 4 方法：简述或按生理实验指导书ab页介绍方法进行 5 结果：见图。,6 讨论 6.1 心缩期单个阈上刺激，心活动变化？其原因？ 6.2 心舒中后期单个阈上刺激，心活动变化？其原因？ 6.3 窦房沟结扎后，心活动变化？其原因？ 6.4 结扎后单个不同强度阈上刺激，心肌收缩强度的变化趋势？其原因？ 参考文献,实验五 心血管活动的神经体液调节 1 原理：心血管功能活动的稳定受神经及体液调节。 2 材料：家兔、采集系统、压力换能器、d、Ach、 “846”等。 3 方法：参照动物生理学实验和实验录像进行。 结果：见图。,5 注意事项 5.1 麻醉应适量，注射要慢，注意呼吸变化，以免过 量引起动物死亡； 5.2 分离血管、神经原则：先认准再分离；先神经再 血管；先细后粗； 5.3 动脉套管的固定要可靠，防止漏液和血管堵塞； 5.4 要待前一项目恢复正常后才能进行下一项目； 5.5 实验结束后，先结扎颈总动脉近心端，再拔除动 脉套管。,实验六 呼吸运动的调节 1 原理：呼吸运动受内、外环境刺激的影响。 2 材料：家兔、采集系统、压力换能器、d、Ach、2%乳酸、 CO2、33%乙醇溶液。 3 方法：参照动物生理学实验方法进行。 4 项目：吸入CO2、增大无效腔、夹闭气管、静注乳酸、切断 迷走神经。,5 注意事项 5.1 气管插管内壁要干净； 5.2 气流适宜，以免直接影响呼吸运动，干扰 实验结果； 5.3 注射乳酸时要避免外漏以引起动物躁动； 5.4 每项实验前均应有正常呼吸曲线作比较； 5.5 吸入CO2时，出现现象应立即移开CO2，防 止动物死亡。,实验五 鱼类呼吸运动的影响因素 1 目的：观察鱼类呼吸运动的影响因素。 2 原理：鱼类在数次呼吸运动后，会出现一次洗涤运动，以清 除进入口腔和鳃的异物，保证气体交换的顺利进行。 3 材料：鲤鱼（或鲫鱼）、1g/L硫酸酮液。 4 项目： 4.1 正常呼吸曲线的描记； 4.2 向水中（5L）通入CO2气体，记录呼吸运动的变化； 4.3 分别向水中加入1g/L的硫酸酮液5 mL和50 mL，使其浓度分 别为1 mg/L和10 mg/L，记录呼吸运动的变化； 4.4 加入温水，使水温缓慢升到35，记录呼吸运动的变化。,实验七 离体小肠平滑肌的生理特性 1 原理：平滑肌具有特定的生理特性，对化学、温度和 牵拉刺激非常敏感。 2 材料：家兔、采集系统、张力换能器、Ach、d。 3 方法：参照动物生理学实验和实验录像进行。 4 项目：Ach、d、降温、升温。,5 注意事项 5.1 实验动物要禁食24h； 5.2 实验前标本要放在38台氏液中浸泡数分 钟，使标本兴奋性稳定再进行实验； 5.3 实验中注意控制温度； 5.4 实验中随时更换新鲜台氏液； 5.5