免疫细胞与肺动脉高压

免疫细胞与肺动脉高压奚群英;彭晖【摘要】免疫反应异常与肺动脉高压密切相关，实验研究显示免疫细胞的异常浸润出现在肺动脉高压形成之前.固有免疫细胞、适应性免疫细胞不仅通过介导免疫反应，更通过调节血管生成和重构参与肺动脉高压的发病，现对此做一简要综述.【期刊名称】《心血管病学进展》【年(卷)，期】2019(040)003【总页数】4页(P463-466)【关键词】固有免疫;适应性免疫;肺动脉高压【作者】奚群英;彭晖【作者单位】浙江省立同德医院心血管科，浙江杭州310000;浙江省立同德医院心'血管科，浙江杭州310000【正文语种】中文免疫反应与肺动脉高压(pulmonaryhypertension，PH)的关系早就受到研究者关注。几乎在所有类型的PH动物模型和临床病理标本中都可观察到T、B淋巴细胞、巨噬细胞、中性粒细胞等免疫细胞的聚集和细胞因子如白介素(IL)-6、肿瘤坏死因子-a(TNF-a)等的高表达。实验研究证实了TNF-a、IL-6可直接导致肺血管重构，引起PH[1-2]。近年来研究发现，免疫失衡早于肺血管重构的发生，异常的免疫细胞与PH密切相关且有可能是PH的始动因素，而非结果。现对免疫细胞与PH的研究进展做一简要综述。1固有免疫细胞与PH固有免疫细胞主要包括单核/巨噬细胞、树突状细胞、自然杀伤细胞(NK细胞)、自然杀伤T细胞、中性粒细胞、嗜酸性粒细胞、嗜碱性粒细胞、肥大细胞等。其经典的作用为对入侵的病原体快速应答及对体内损伤、衰老、畸变细胞的清除。目前发现部分固有免疫细胞除上述免疫监视作用外还有重要的调节血管生成和组织重构作用。1.1巨噬细胞与PH巨噬细胞分为定居的巨噬细胞和游走的巨噬细胞，定居于肺组织内的巨噬细胞又称肺泡巨噬细胞。既往的研究在PH动物模型和PH患者的肺血管病变周围都观察到巨噬细胞的积聚。Florentin等［3］在小鼠和大鼠PH模型及PH患者中均观察到外周血液中单核细胞明显增高，同时肺组织内趋化因子包括单核细胞趋化因子CCL2、CX3CL1的表达均明显增高，并且伴随着肺间质的巨噬细胞浸润。进一步的研究显示这些肺间质内聚集的巨噬细胞是由血液循环中的单核细胞招募并衍生而来。为证实在体情况下巨噬细胞的作用，他们利用基因敲除CCL2、CX3CL1或药物抑制CX3CL1，均可观察到随着外周单核细胞数量减少，肺间质的巨噬细胞浸润明显减轻，并且肺血管重构显著改善。研究证实了单核/巨噬细胞与PH发病直接相关。其他研究者证实这些被招募的单核/巨噬细胞在肺组织的分布具有时间、空间特性，并可合成、分泌不同的细胞因子［4］。这些不同的细胞因子、生长因子、氧浓度构成局部微环境的差异可导致巨噬细胞分化为两大类异质性亚型：M1细胞和M2细胞［5］。M1由y干扰素(IFN-y)和脂多糖共同诱导分化，为促炎和细胞毒性亚型，具有病原体和肿瘤细胞清除能力°IFN-y和脂多糖可使诱导型一氧化氮合酶(iNOS)的表达增高，使NO水平增高，因此iNOS被视为M1的标志性基因。M2由IL-4或IL-13诱导分化，为抑制免疫和炎症反应的亚型，与组织重构和肿瘤进展有关。精氨酸酶1(ARG1)或甘露糖受体在M2细胞中高表达，因此这些基因被视为M2的标志基因°iNOS和ARG1的底物均为L精氨酸，二者存在竞争关系，即M2细胞表达的ARG1可抑制NO的产生。研究发现缺氧诱导因子-a(hypoxia-induciblefactor-la,HIF-a)亚型与巨噬细胞的NO水平密切相关［6］。哺乳动物主要有三类HIF-a蛋白，功能明确的是HIF-1a和HIF-2a。HIF-a蛋白的活性调节是转录后水平的调节。血氧含量正常情况下，HIF-a被羟基化并通过泛素化蛋白酶系统快速降解。而在缺氧状态下，氧依赖的羟基化减弱，稳定增长的HIF-a蛋白迁入核内，与HIF-P形成二聚体后结合基因的缺氧反应元件，诱导缺氧相关基因的转录。HIF-1a和HIF-2a分别在M1、M2巨噬细胞中特异性表达。IFN-y和脂多糖诱导M1巨噬细胞上调HIF-1a的表达，抑制HIF-2a的表达。相对应的，IL-4或IL-13显著上调HIF-2a的表达。而HIF-2a可直接诱导M2巨噬细胞ARG1的表达，因为底物竞争关系，ARG1对NO的产生有抑制作用。可见，HIF-a在1a和2a类型之间的转换或巨噬细胞M1和M2之间的类型转换对NO的产生起了决定性的作用。肺动脉内皮细胞特异性HIF-2a缺陷的大鼠表现出对缺氧诱导PH的耐受，肺动脉的重构也显著减轻［7］。提示抑制HIF-2a-ARG1轴使NO生成增多可能是缺氧诱导的PH的治疗途径。有意思的是，目前发现HIF通路的激活不仅见于系统性缺氧时，组织局部微环境的缺氧，甚至炎症及免疫异常也可诱导激活HIF通路［8］，提示此种机制也可能适合于其它类型PH。Amsellem等［9］在肺血管细胞上发现两种趋化因子受体：CCR2和CX3CR1;而在巨噬细胞表面发现此两者的配体。CCR2和CX3CR1是重要的趋化因子受体，可激活c-Jun氨基末端激酶、丝裂原活化蛋白激酶、磷脂酰肌醇-3-羟激酶等多种信号转导通路。既往已有实验研究证实CX3CL1/CX3CR1轴与单核/巨噬细胞募集有关，且可影响肺动脉平滑肌功能。Amsellem等［9］的研究进一步发现CX3CR1基因敲除小鼠与野生型小鼠相比，对低氧诱导的PH有保护作用，其右室收缩压、右室肥厚程度及肺血管重构均明显改善，并可减少肺动脉平滑肌细胞增殖。上述CX3CR1缺陷导致的保护作用伴随着以下现象共同出现：肺组织单核/巨噬细胞数量增加并由M2向M1分化。野生型小鼠给予CX3CR1抑制剂也观察到上述的保护效应。而抑制CCL2/CCR2轴并不能观察到上述保护作用。该研究揭示通过CX3CL1/CX3CR1靶点轴抑制单核/巨噬细胞趋化及促使M2向M1分化可能为PH治疗的潜在策略。综上所述，单核/巨噬细胞的迁移和巨噬细胞亚型的转换是PH的发病机制之一，干预亚型转换可能是潜在治疗靶点。1.2NK细胞与PHNK细胞是一类特殊的淋巴样细胞，特征性的表面标记为TCR-、mIg-、CD56+、CD16+。属于非特异性免疫细胞，可无需抗体介导直接杀伤肿瘤或病毒感染的靶细胞，执行免疫监视功能。夕卜周循环NK细胞可分为两个亚类：CD56-/CD16+细胞，包含所有细胞毒性所需的组件；另一亚类为CD56+/CD16-细胞，活化后分泌IFN-y、TNF、IL-2等细胞因子。近年来研究发现，NK细胞在胚胎发育过程中的血管生成和重构中发挥重要作用。妊娠前3个月，螺旋动脉由纤细、高度肌化的血管转化为无肌化、无血管舒缩反应的滋养管腔。NK细胞在这一过程中起到关键的作用，如此过程受阻，患者易患先兆子痫［10］。Ormiston等［11］在内皮祖细胞移植治疗PH的实验研究中发现了NK细胞在PH发病的作用。从人外周血单个核细胞中分离纯化的内皮祖细胞可分为两种类型：早期类内皮细胞的单个核细胞(E-CMMs)和晚期内皮前体细胞(L-EPCs)。研究者建立野百合碱诱导的PH裸大鼠模型后，给予注射移植人外周血分离的E-CMMs，可观察到内皮祖细胞移植减轻了野百合碱诱导的右室收缩压增高和右室肥厚，而给予L-EPCs则未能观察到上述的有益效应，进一步的研究发现这两组移植细胞均未在肺部停留。上述结果提示细胞移植提供的保护作用似乎并不是因为移植细胞本身。研究者推测移植细胞未能在肺组织局部停留可能与局部NK细胞活性增强有关。因此在进一步实验中研究者以ASGM1抑制NK细胞的作用，增加了两种内皮祖细胞在肺部的保留率，但仍不能观察到L-EPCs的保护作用；并且，E-CMMs的保护作用也不复存在，提示E-CMMs的保护作用与NK细胞功能有关。体外研究发现，E-CMMs类似于树突状细胞，分泌IL-10，在共培养时可激活自体或异体NK细胞活性［11］。在随后的临床研究中，研究者观察到动脉性PH患者的NK细胞功能有削弱，对TGF-P的反应增强。并且动脉性PH患者的NK细胞可增加基质金属蛋白酶-9的表达量，与血管重构密切相关［12］。上述结果证实NK细胞功能削弱可能与PH发病相关，但具体的机制及可能的干预靶点尚需更多的研究探讨。2适应性免疫细胞与PH2.1调节性T淋巴细胞与PH艾滋病患者的PH患病率(0.46%)是普通人群的300倍以上［13］,提示T细胞免疫缺陷可能与PH的发病有关。PH患者也存在CD4+T细胞绝对数量的减少和CD4+/CD8+比率的下降。CD4+T细胞在不同的环境作用下可分化成四类不同功能的细胞：参与细胞免疫的Th1细胞、参与体液免疫的Th2细胞、具免疫抑制功能的调节性T细胞(Tregs)和促炎功能的Th17细胞。Tregs标志性表达CD4+、转录因子FoxP3、IL-2受体a链(如CD25hi)、IL-10。免疫抑制与损伤修复是Tregs的重要功能。Tregs不仅调控适应性免疫反应细胞，对单核细胞、巨噬细胞、树突细胞、NK细胞等固有免疫细胞的激活与功能也有作用。研究显示完全消除CD4+CD25hiTregs细胞的个体表现为多脏器炎症反应［14］。早期的实验研究证实无论何种基因背景的无胸腺大鼠接触血管损伤因素后均会导致严重的PH［15］。如同时合并缺氧条件，则绝大多数大鼠在3周内就因严重PH而死亡［11,16-17］。进一步分析发现，这些无胸腺缺乏细胞毒性T细胞的PH大鼠的肺小动脉被增生的内皮细胞阻塞，周围有显著的巨噬细胞、B细胞、肥大细胞等炎症细胞积聚。并且，炎症反应于右心系统压力增高前就已出现。给无胸腺大鼠移植脾细胞可显著改善PH［16］。这些移植了脾细胞的无胸腺PH大鼠与未移植者相比，肺组织中的巨噬细胞、B细胞、肥大细胞等炎症细胞浸润减少，肺血管重构显著减轻。并且在肺血管周围观察到Tregs的积聚。由此，研究者推论炎症是PH的因，而非果；且T细胞免疫缺陷大鼠易于诱导出严重PH是由于其缺乏Tregs。为进一步证实Tregs的作用，研究者在PH诱导剂SU5416处理大鼠前给予CD8+T细胞，结果大鼠仍发生严重PH，证明CD8+T细胞无保护作用。而给予Tregs细胞可观察到保护作用。并且，研究者发现CD4+T细胞耗竭的正常大鼠也可诱导PH［18］。既往也有研究者证实，使大鼠高表达IL-10（Tregs表达细胞因子）可显著减轻野百合碱诱导的肺动脉压增高和改善肺血管重构［19］。以上充分证明Tregs在调控机体炎症反应、抗PH中的作用。Tregs修复肺血管损伤的可能机制为：在细胞内黏附分子-1和血管细胞黏附分子-1的介导下，Tregs游离出血管外；并在细胞内运载受体Clever-1的作用下被招募到炎症组织。与肺血管内皮细胞接触后，Tregs上调程序性死亡1受体的表达，同时上调分泌TGF-P和IL-10。IL-10有血管舒张作用，并可通过机制还原型烟酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸氧化酶减轻氧化应激损伤。Tregs的激活可能与树突状细胞有关，Tregs与树突状细胞长时间结合后也上调TGF-&和IL-10的表达，并通过细胞间接触引起树突状细胞的抗原递呈作用的减弱，从而抑制免疫反应。另一Tregs的表面分子半乳凝素1可结合效应T细胞和树突状细胞，引起细胞周期停滞和/或凋亡。Tregs与树突状细胞相互作用后还可释放双加氧酶、血红素氧合酶，使微环境中有充足的色氨酸、一氧化碳等具有抗炎、舒血管作用的物质。另外，激活的Tregs可捕获血管内皮生长因子A的受体神经菌毛素1。神经菌毛素1是TGF-P1通路的共同受体，与TGF-BRH作用后可调控Smad1/5和Smad2/3信号转导。引起内皮细胞增殖、迁移和生长。通过血管内皮生长因子A,Tregs还可促进血管生成［20］。Tregs与Th17细胞的平衡在PH的发病中也发挥重要作用。抑制Th17细胞的功能可减轻缺氧诱导的PH和血管重构［21］。而另有研究发现，与PH发病密切相关的骨形成蛋白受体2(BMP2)在T细胞的发育中发挥重要作用。BMP2的配体BMP2/4和TGF-&在T细胞分化为Treg细胞中有协同作用［22-23］。以往的研究也观察到在儿童特发性PH患者的病变肺组织中，表达BMP2的圆形细胞与T细胞浸润出现在同一部位，该种细胞不表达肺血管内皮细胞的特异性标记CD31，未能鉴定出是何种细胞［24］。综上所述，Tregs在PH中有益作用并不局限于免疫方面，而是与维持正常的肺血管生理环境有关，更可能与TGF-P/BMP2信号通路存在密切联系。更确切的机制需进一步的研究明确。2.2B淋巴细胞与PH特发性PH患者可检测到多种自身抗体，如62.1%的患者可检测到抗内皮细胞抗体［25］,93%的患者检测到抗原纤蛋白1抗体［26］,其他可检测到的自身抗体还包括：抗内皮素A型受体抗体、抗血管紧张素1型受体抗体、抗核抗体［27-28］等，提示自身免疫可能参与PH发病。有研究者［29］应用CD20抗体抑制SD大鼠的B淋巴细胞活性或采用B细胞缺陷的JH-KO大鼠，以野百合碱诱导PH，发现与对照组相比，B细胞功能缺陷或被抑制的大鼠其右室收缩压和血管重构均显著减轻，提示B细胞可能参与PH的发病。研究还显示B淋巴细胞在PH中的作用可能通过肥大细胞分泌IL-6介导。3结语PH是临床难治性疾病，通过对发病机制的探讨有望寻找治疗的新靶点。近年来的研究显示炎症不仅是PH的伴随现象，更参与其发病过程。固有免疫细胞、适应性免疫细胞不仅介导炎症反应，更可调控血管生成与重构，但具体的机制尚需更多的研究进一步揭示。参考文献【相关文献】RabinovitchM,GuignabertC,HumbertM,etal.Inflammationandimmunityinthepathogenesisofpulmonaryarterialhypertension[J].CircRes,2014,115(1):165-175.HurstLA,DunmoreBJ,LongL,etal.TNFalphadrivespulmonaryarterialhypertensionbysuppressingtheBMPtype-nreceptorandalteringNOTCHsignalling[J].NatCommun,2017,8:14079.FlorentinJ,CoppinE,VasamsettiSB,etal.Inflammatorymacrophageexpansioninpulmonaryhypertensiondependsuponmobilizationofblood-bornemonocytes[J].JImmunol2018,200(10):3612-3625.PuglieseSC,KumarS,JanssenWJ,etal.Atime-andcompartment-specificactivationoflungmacrophagesinhypoxicpulmonaryhypertension[J].JImmunol,2017,198(12):4802-4812.MartinezFO,GordonS.TheM1andM2paradigmofmacrophageactivation:timeforreassessment[J].F1000PrimeRep,2014,6:13.AbeH,SembaH,TakedaN.Therolesofhypoxiasignalinginthepathogenesisofcardiovasculardiseases[J].JAtherosclerThromb,2017,24(9):884-894.CowburnAS,CrosbyA,MaciasD,etal.HIF2a-arginaseaxisisessentialforthedevelopmentofpulmonaryhypertension[J].ProcNatlAcadSciUSA,2016,113(31):8801-8806.PughCW,RatcliffePJ.Newhorizonsinhypoxiasignalingpathways[J].ExpCellRes,2017,356(2):116-121.AmsellemV,AbidS,PoupelL,etal.RolesfortheCX3CL1/CX3CR1andCCL2/CCR2chemokinesystemsinhypoxicpulmonaryhypertension[J].AmJRespirCellMolBiol,2017,56(5):597-608.HannaJ,Goldman-WohlD,HamaniY,etal.DecidualNKcellsregulatekeydevelopmentalprocessesatthehumanfetal-maternalinterface[J].NatMed,2006,12(9):1065-1074.OrmistonML,DengY,StewartDJ,etal.Innateimmunityinthetherapeuticactionsofendothelialprogenitorcellsinpulmonaryhypertension[J].AmJRespirCellMolBiol,2010,43(5):546-554.OrmistonML,ChangC,LongLL,etal.Impairednaturalkillercellphenotypeandfunctioninidiopathicandheritablepulmonaryarterialhypertension[J].Circulation,2012,126(9):1099-1109.SitbonO,Lascoux-CombeC,DelfraissyJF,etal.PrevalenceofHIV-relatedpulmonaryarterialhypertensioninthecurrentantiretroviraltherapyera[J].AmJRespirCritCareMed,2008,177(1):108-113.ShihFF,Mandik-NayakL,WipkeBT,etal.MassivethymicdeletionresultsinsystemicautoimmunitythrougheliminationofCD4+CD25+Tregulatorycells[J].JExpMed,2004,199(3):323-335.MiyataM,SakumaF,ItoM,etal.Athymicnuderatsdevelopseverepulmonaryhypertensionfollowingmonocrotalineadministration[J].IntArchAllergyImmunol,2000,121(3):246-252.TamosiunieneR,TianW,DhillonG,etal.RegulatoryTcellslimitvascularendothelialinjuryandpreventpulmonaryhypertension[J].CircRes,2011,109(8):867-879.Taraseviciene-StewartL,NicollsMR,KraskauskasD,etal.AbsenceofTcellsconfersincreasedpulmonaryarterialhypertensionandvascularremodeling[J].AmJRespirCritCareMed,2007,175(12):1280-1289.TamosiunieneR,ManouvakhovaO,MesangeP,etal.Dominantroleforregulatorytcellsinprotectingfemalesagainstpulmonaryhypertension[J].CircRes,2018,122(12):1689-1702.ItoT,OkadaT,MiyashitaH,etal.Interleukin-10expressionmediatedbyanadeno-associatedvirusvectorpreventsmonocrotaline-inducedpulmonaryarterialhypertensioninrats[J].CircRes,2007,101(7):734-741.TamosiunieneR,NicollsMR.RegulatoryTcellsandpulmonaryhypertension[J].TrendsCardiovascMed,2011,21(6):166-171.MastonLD,JonesDT,GiermakowskaW,etal.CentralroleofThelper17cellsinchronichypoxia-inducedpulmonaryhypertension[J].AmJPhysiolLungCellMolPhysiol,2017,312(5):L609-L624.Hager-TheodoridesAL,OutramSV,ShahDK,etal.Bonemorphogeneticprotein2/4signalingregulatesearlythymocytedifferentiation[J].JImmunol,2002,169(10):5496-5504.LuL,MaJ,WangX,etal.SynergisticeffectofTGF-betasuperfamilymembersontheinductionofFoxp3+Treg[J