实验三实验动物的大体解剖和主要脏器腺体识别

实验三实验动物的大体解剖和主要脏器腺体识别第一页，共二十八页，2022年，8月28日实验目的和要求：掌握大鼠大体解剖的顺序、主要脏器腺体的解剖位置与形态特征及脏器指数的计算方法。实验材料：解剖刀、剪、针、镊子,开颅器及白瓷盘，麻醉剂；动物每组雌性、雄性大鼠各一只。注意点：注意器械伤害学生。第二页，共二十八页，2022年，8月28日实验操作：1.将大鼠麻醉后放入白瓷盘中观察其外形观察大鼠毛色及身体的头、颈、躯干、四肢、脚、尾、鼻、口，口中有齿及齿式，雌性和雄性生殖器。第三页，共二十八页，2022年，8月28日2.剖开头骨用剪刀小心自头骨与颈柱相接的枕骨大孔，向眼窝和前方剪开头骨，剪刀不要插入太深，并尽可能的保持硬脑膜。然后再在额前横剪，小心用镊子取下头盖骨，可分别观察硬脑膜。有血管分布的蛛网膜和脑表面的软脑膜。小心将脑取出，由前向后分别为嗅球、大脑、间脑（大脑腹面）、中脑、小脑、延脑及脊髓。间脑下方的脑漏斗中为脑下垂体。在大脑腹面分布有12对脑神经。第四页，共二十八页，2022年，8月28日3.将大鼠腹面向上拉直四肢用大头针固定在木板上放入白瓷盘中。用镊子轻轻提起腹部皮肤，在生殖和排泄孔的稍前方剪开一裂口，从此处伸入剪刀，沿身体腹中线向前剖至下颌，再在前肢与后肢向两侧作横剖。然后用镊子夹住剖面边缘，用刀背轻轻分离皮肤的同时，可以观察到颈浅淋巴结。第五页，共二十八页，2022年，8月28日4.剖开颈部镊子提起胸骨舌骨肌并将其剪断除去，暴露气管及喉头，可观察喉，甲状软骨，环状软骨及气管，在前4-5节气管环左、右偏腹侧有粉红色、三角形或菱形的甲状腺。分离观察左右颈动脉、颈静脉，下颌腺舌下腺。第六页，共二十八页，2022年，8月28日5.剖开胸腔

用镊子提起胸部左侧缘肌肉，向前剪至前肢基部（注意此处有粗大静脉血管），用同样方法剪断胸部右侧缘肌肉然后从胸廓的下角开始，从两侧斜向前肢基部剪开胸壁（剪断肋骨）当剪至第一、二、肋骨要小心，不要剪破血管，用剪刀把三角形的基部与膈分开，提起三角形的基部，可见纵膈将胸腔分为左右两部，小心剥离胸骨下面的结缔组织与肉色的脂肪状胸腺（位于心脏前方），了解心脏，肺脏的结构和位置。第七页，共二十八页，2022年，8月28日6.剖开腹腔

用剪刀在腹正中线稍左侧剪开一小切口向前至胸骨剑突处，再沿肋骨后缘向两侧作横切口，以暴露腹腔。观察腹腔内脏器官自然位置。膈前为胸腔，膈后为腹腔。肝脏，胃肠（贲门、幽门），脾脏，十二指肠，胰脏，肾脏（肾动脉、肾静脉），肾上腺，膀胱，精囊腺，前列腺，睾丸、附睾、输精管，尿道球腺、输精管腺，卵巢，输卵管，双子宫。第八页，共二十八页，2022年，8月28日7.脏器称重内脏重量和体重之比（某个脏器湿重与单位体重的比值，常以每100g体重计）称脏器指数，脏器指数常能反映实验动物总的营养状态和内脏的病变情况，不同龄期动物的脏器指数有一定的规律，如接触处由物质使某个脏器受到损害，脏器指数将发生变化。常用实验动物脏器包括肝、脾、肾、心、肺、脑、甲状腺、肾上腺、脑垂体、眼球、睾丸、胰、胸腺。第九页，共二十八页，2022年，8月28日一、尿液的采集1.用代谢笼采集尿液

代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2。一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。放在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊装置收集尿液。附：实验动物体液的采集第十页，共二十八页，2022年，8月28日2.导尿法收集尿液

施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包皮向上，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道球部时有抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动物导尿术。用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。第十一页，共二十八页，2022年，8月28日3.输尿管插管采集尿液

一般用于要求精确计量单位时间内实验动物排尿量的实验。剖腹后，将膀胱牵拉至腹腔外，暴露膀胱底两侧的输尿管。在两侧输尿管近膀胱处用线分别结扎，于输尿管结扎处上方剪一小口，向肾脏方向分别插入充满生理盐水的插管,用线结扎固定插管,即可见尿液从插管滴出，可以收集。采尿过程中要用38℃热生理盐水纱布遮盖切口及膀胱。第十二页，共二十八页，2022年，8月28日4.压迫膀胱采集尿液

实验人员用手在实验动物下腹部加压，手法既轻柔又有力。当增加的压力使实验动物膀胱括约肌松弛时，尿液会自动流出，即行收集。5.穿刺膀胱采集尿液

实验动物麻醉固定后，剪去下腹部耻骨联合之上，腹正中线两侧的被毛，消毒后用注射针头接注射器穿刺。取直角进针，针头穿过皮肤后稍微改变角度，以避免穿刺后漏尿，然后刺向膀胱方向，边缓慢进针边回抽直到抽到尿液为止。

第十三页，共二十八页，2022年，8月28日6.剖腹采集尿液

按上述穿刺膀胱采集尿液法做术前准备,其皮肤准备范围应更大。剖腹暴露膀胱，直视下穿刺膀胱抽取尿液。也可于穿刺前用无齿镊夹住部分膀胱壁，从镊子下方的膀胱壁进针抽尿。

7.提鼠采集尿液

鼠类被人抓住尾巴提起即出现排尿反射,以小鼠的这种反射最明显。可以利用这一反射收集尿液。当鼠类被提起尾巴排尿后，尿滴挂在尿道外口附近的被毛上，不会马上流走，操作人员应迅速用吸管或玻璃管接住尿滴。第十四页，共二十八页，2022年，8月28日二、脑脊液的采集

脑脊液可能通过脊髓腔穿刺法采集，小动物也可通过枕骨大孔直接采集。狗、免脑脊液的采集通常采取脊髓穿刺法：穿刺部位在两髂连线中点稍下方第七腰椎间隙。动物轻度麻醉后，侧卧位固定，使头部及尾部向腰部尽量屈曲，剪去第七腰椎周围的被毛。消毒后操作者在动物背部用左手拇、食指固定穿刺部位的皮肤，右手持腰穿刺针直刺入，当有落空感及动物的后肢跳动时，表明针已达椎管内（蛛网膜下腔），抽去针芯，即见脑脊液流出。如果无脑脊液流出，可能是没有刺破蛛网膜。轻轻调节进针的方向及角度，如果脑脊液流的太快，插入针芯稍加阻塞，以免导致颅内压突然下降而形成脑疝。第十五页，共二十八页，2022年，8月28日

大鼠脑脊液的采集可采用忱骨大孔直接穿刺法：在大鼠麻醉后，头部固定于定向仪上。头颈部剪毛、消毒，用手术刀沿纵轴切一纵行切口（约2cm）用剪刀钝性分离颈部背侧肌肉。为避免出血，最深层附着在骨上的肌肉用手术刀背刮开，暴露出枕骨大孔。由枕骨大孔进针直接抽取脑脊液。抽取完毕缝好外层肌肉、皮肤。刀口处可撒些磺胺药粉，防止感染。采完脑脊液后，应注入等量的消毒生理盐水，以保持原来脑脊髓腔里的压力。第十六页，共二十八页，2022年，8月28日三、胸水的采集主要采用胸腔穿刺法收集实验动物的胸水，也可处死实验动物剖开胸腔采集胸水。1.穿刺点定位于实验动物腋后线第11~12肋间隙穿刺，穿刺针紧贴肋骨上缘，否则容易损伤肋间神经。也可在胸壁近胸骨左侧缘第4~5肋间隙穿刺。2.穿刺方法实验动物取立位或半卧位固定，局部皮肤去毛、消毒、麻醉，穿刺针头与注射器之间接三通连接装置，实验人员以左手拇指、食指绷紧局部皮肤，右手握穿刺针紧靠肋骨下缘处垂直进针，穿刺肋间肌时产生一定阻力，当阻力消失有落空感时，说明已刺入胸膜腔，用左手固定穿刺针，打开三通连接装置，缓慢抽取胸水。第十七页，共二十八页，2022年，8月28日四、腹水的采集

动物取自然站立位固定。穿刺部位在耻骨前缘与脐之间，腹中线两侧。剪毛、消毒，局部浸润麻醉。操作者左手拇、食指紧绷穿刺部位的皮肤，右手控制穿刺深度做垂直穿刺。注意不可刺的太深，以免刺伤内脏。穿刺针进入腹腔后，腹水多时可见腹水因腹压高而自动流出。腹水少可轻轻回抽，并同时稍稍转动一下针头，一旦有腹水流出，立即固定好针头及注射器的位置连续抽吸。抽腹水时注意不可速度太快，腹水多时不要一次大量抽出，以免因腹压突然下降导致动物出现循环功能障碍等问题。

第十八页，共二十八页，2022年，8月28日五、唾液的采集1.直接抽吸法在急性实验中，可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液。此法非常简单，但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。2.制备腮腺瘘法在慢性实验中，收集狗的唾液，要用外科手术方法将腮腺导管开口移向体外，即以腮腺导管开口为中心，切成一直径约2~3cm的圆形粘膜片，将此粘膜片与周围组织分开，穿过皮肤切口引到颊外，将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合，腮腺分泌的唾液就流出颊外。这种方法可以收集到比较纯净的唾液。第十九页，共二十八页，2022年，8月28日六、胃液的采集1.直接收集胃液法急性实验时，先将动物麻醉，如果是狗，可以用插胃管法收集胃液；如是大鼠，需手术剖腹，从幽门端向胃内插入一塑料管，再由口腔经食道将一塑料管插入前胃，用pH7.0、35℃左右的生理盐水，以12ml/h的流速灌胃，收集流出液，进行分析。2.制备胃瘘法在慢性实验中，收集胃液多用胃瘘法，如全胃瘘法、巴氏小胃瘘法、海氏小胃瘘法等。制备小胃是将动物的胃分离出一小部分，缝合起来形成小胃，主胃与小胃互不相通，主胃进行正常消化，从小胃可收集到纯净的胃液。应用该法，可以待动物恢复健康后，在动物清醒状态下反复采集胃液。第二十页，共二十八页，2022年，8月28日七、胰液和胆汁的采集

在动物实验中，主要是通过对胰总管和胆总管的插管而获得胰液或胆汁。狗的胰总管开口于十二指肠降部，在紧靠肠壁处切开胰管，结扎固定并与导管相连，即可见无色的胰液流入导管。大鼠的胰管与胆管汇集于一个总管，在其入肠处插管固定，并在近肝门处结扎和另行插管，可分别收集到胰液和胆汁。有时也可通过制备胰瘘和胆囊瘘来获得胰液和胆汁。第二十一页，共二十八页，2022年，8月28日八、淋巴液的采集

淋巴液的采集比较困难，一般主要采集大动物的淋巴液。常用的大量收集淋巴液的方法是解剖出胸导管后插管收集淋巴液。以大鼠为例，选择180~250g的雄性大鼠，麻醉、固定、消毒，从剑突起沿其左侧肋缘向下外方作一长约5cm的切口，再从剑突向下作正中切开，暴露横膈与腹主动脉，胸导管紧贴在腹主动脉的左后侧。在胸导管上剪一斜口，将塑料插管的顶端插入，即可见乳白色的淋巴液流出。第二十二页，共二十八页，2022年，8月28日九、阴道液的采集1.滴管冲洗法用消毒滴管吸取少量生理盐水仔细、反复冲洗被检雌性动物阴道，将冲洗液吸出滴在载玻片上晾干后染色镜检。也可直接将冲洗液置于低倍显微镜下观察，根据细胞类型变化鉴别实验动物动情周期中的不同时期。2.擦拭法用生理盐水将消毒棉拭子湿润后，挤干棉拭子上的生理盐水，轻轻插入雌性动物阴道内，沿阴道内壁擦拭、转动，然后取出并作阴道涂片，进行镜检。第二十三页，共二十八页，2022年，8月28日十、精液的采集1.人工阴道套采精液法本法适用于犬、猪、羊等大动物，采用特制的人工阴道套套在实验动物阴茎上采集精液。采精时，一手捏住阴道套，套住雄性动物的阴茎，以完全套住雄性动物的阴茎为佳，插入阴道套后，若实验动物发出低叫声，表明已经射精。此时可取下阴道套，拆下采精瓶，取出精液，迅速做有关检查。2.阴道栓采精法本法是将阴道栓涂片染色，镜检凝固的精液。阴道栓是雄性大、小鼠的精液和雌性阴道分泌物混合，在雌鼠阴道内凝结而成白色稍透明、圆锥形的栓状物，一般交配后2~4小时即可在雌鼠阴道口形成，并可在阴道停留12~24小时。3.其他采精液法用电流等物理方法刺激雄性动物的阴茎或其他性敏感区，使雄性动物被刺激发情，直至射精，用采精瓶采集射出的精液。第二十四页，共二十八页，2022年，8月28日十一、前列腺液的采集

对体形较大实验动物，可用手按摩雄性动物前列腺部，使腺体分泌来采集前列腺液。十二、乳汁的采集1.人工按摩法用按摩挤奶收集乳汁的方法适合犬、猪、羊等大动物乳汁的采集。选用哺乳期的实验动物，早上采集乳汁量最多，用手指轻轻按摩实验动物乳头，使乳汁自然流出，如乳汁不能自然流出，可张开手掌从乳房基底部朝乳头方向按摩、挤压整个乳房，即可挤出乳汁。2.吸奶器吸奶法采用吸奶器吸在动物乳头上，造成负压而使乳汁被动吸出。第二十五页，共二十八页，2022年，8月28日十三、骨髓的采集

采集骨髓一般选择胸骨、肋骨、胫骨和股骨等造血功能活跃的骨组织。猴、犬、羊等大动物骨髓的采集用活体穿刺取骨髓的方法；大、小鼠等小动物骨头小难穿刺，只能剖杀后采胸