实验一、兽医药理学实验目的与要求及基本技术课件

实验一

《兽医学药理》实验目的与要求及基本技术

实验中心

机能实验室生命科学与工程学院

《兽医学药理》实验课的目的

通过实验、实训相结合的方法，以学生自己动手操作为主，锻炼学生的动手能力，熟练用药技能和技巧，加深巩固药理知识。同时使大家掌握动物药理实验、实训的基本操作技术，掌握动物药理的实验、实训设计，熟悉实验、实训的过程，并具有整理和分析实验结果以及编写实验报告的能力，为生产中记录、整理、分析临床病例，制定正确的治疗方案，合理地使用药物，有效地防治动物疾病打下坚实的基础。实验课的要求一、实验前

1、仔细阅读实验指导，了解实验的目的、要求、实验步骤和操作程序。2、结合实验内容，复习有关理论，做到充分理解。3、预测该实验各个步骤应得的结果。4、注意和估计实验中可能发生的误差。二、实验中1、实验器材的安放力求整洁、清洁、有条不紊。三、实验结束后1、将实验用具整理就绪，所用器械擦洗干净。如有损坏或短少，应立即报告负责教师。临时借用的器械或物品，实验完毕后，点交负责教师。2、整理实验记录，作出实验结论。3、撰写实验报告，按时交给负责教师评阅。四、书写实验报告的具体内容

1、姓名，班级，组别2、实验题目（名称）3、实验目的4、实验原理

5、实验方法和步骤——包括实验用的动物，主要器材，药品等。

6、实验结果——这是实验报告中最主要的部分，应将实验过程观察到的现象及时、忠实、正确、详细的记录实验结果后，根据记录填写实验报告。不可单凭记忆，否则易发生错误和遗漏。目前，医学论文多采用文字或三线表、直方图、曲线等方式表达实验结果。同学们要把获得的数据、文字等原始资料加以整理，填入实验报告的适当位置。如用表格方式，就采用三线表。

7、讨论和结论—这是实验报告质量高低的重要部分。讨论要从实验结果出发，对实验结果进行科学的分析、推理。分析要有理有据，推理要符合逻辑。讨论时不应从书本上抄一段理论，对实验结果做一般的解释，更不应抄袭别人的实验报告。

如有参考资料应注明出处。

如果出现与理论不符的实验结果时，应寻找原因（是操作失误？实验误差？个体差异？还是预测的实验结果不科学？）。不容许擅自改动数据，要在实验和书写实验报告过程中培养严谨细致的工作作风和实是求是的科学态度。

实验动物的抓取与固定一、小鼠的抓取与固定一般小鼠不会咬人，但抓取时动作也要轻缓。先用右手抓住鼠尾提起，放在实验台等粗糙表面，在其向前爬行时，用左手的拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤。然后将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，用左手的无名指及小指按住尾巴和后肢，前肢可用中指固定，即可作注射或其他实验操作。

二、大鼠的抓取与固定大鼠的牙齿很尖锐，不要突然袭击式地去抓它，这样容易咬伤手指。初学者应戴上较厚的棉布手套，其抓取动作与小鼠相似，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。如果需要长时间固定做手术时，可参照固定兔的方法，将鼠固定的大鼠固定台上。

三、豚鼠的抓取与固定先用手掌以稳准的手法迅速扣住豚鼠背部，抓住其肩胛上方，将手张开，用手指握住颈部，或握住身体的四周，再拿起来。怀孕或体重较大的豚鼠，应以另手托其臀部。

四、兔的抓取与固定

从笼中捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之用手伸入笼内，从头前阻拦，兔便匍伏不动。此时用右手把两耳轻压于手心内，抓住颈部的被毛和皮，提起兔，然后用左手托住它的臀部，兔身的重量大部分落入左手上。切忌用手抓家兔的两耳、提抓腰部或背部。抓兔的方法

1，2，3均不正确，4，5为正确的捉取方法

动物的标记染色法①涂染红色：0.5%中性红或品红溶液。

②涂染黄色：3～5%苦味酸溶液。

③黑色：煤焦油的酒精溶液。

④涂染咖啡色：2%硝酸银溶液。常规采血方法一、大鼠、小鼠1、尾静脉取血剪尾或切破鼠尾静脉采血：使鼠尾静脉充分充血后，用剪刀剪去尾尖，尾静脉知即可流出，用手轻轻从尾根部向尾尖部挤几下，可以取到数滴血。2、摘除眼球采血（眼眶动脉和静脉）

用左手抓住鼠，拇指和食指尽量将鼠头部皮肤捏紧，使鼠眼球突出。右手取一无钩弯小镊，在鼠右侧眼球根部将眼球摘去，关将鼠倒置，头向下，此法由于取过程动物未死，心脏不断在跳动，因此取血量比断头法多，一般约可取出4-5%鼠体重的血液量。

4、断头

用大鼠断头器或粗剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉，实验者立即将鼠颈向下，提起动物，对准准备好的容器，鼠血即可从颈部滴入容器内。5、心脏

左手固定鼠，在左侧第3-4肋间，用左手食指摸到心搏，右手取注射器选择心搏最强处穿刺。5、心脏

左手固定鼠，在左侧第3-4肋间，用左手食指摸到心搏，右手取注射器选择心搏最强处穿刺。二、家兔和豚鼠

1、心脏：

将兔仰卧固定在手术台上，把左侧胸部相当于心脏的部位的被毛剪去，用碘伏、酒精消毒皮肤。实验者用左手触摸左侧第3-4肋间，选择心跳最明显处作穿刺。一般由胸骨左缘外3mm处将注射针头插入第三肋间隙。穿刺时最好用左手触诊心跳，在触诊的配合下穿刺。

经6-7天后，可以重复进行心脏穿刺术。家兔一次可采取全血量的1/6-1/5。2、耳静脉采血拔去耳缘部被毛，用手指弹动兔耳，促进静脉充血。然后用左手拇指和食指压住耳根端，待静脉血液充盈后，针头由接近耳尖部刺入静脉，并顺血管平行方向深入1厘米，将针头与兔耳固定，即可进行采血。采血完毕后，用棉球压住针刺孔，以免出血。3、颈动脉采血

动脉插管术：将线一根在远心端结扎动脉，用动脉夹夹住动脉的近心端，在结扎线与动脉夹之间的动脉长度越长越好，一般至少有3cm左右。将另一条丝线置于此段动脉下方以备插管插入后结扎用。用锐利的眼科剪刀在尽可能靠远心端结扎处作一斜形切口，约切开管径的一半，然后将动脉插管向心脏方向插入血管，用已穿好的丝线结扎牢固，并用此丝线在插管的突起上缚紧固定，以防插管从动脉切口滑出。2．注射给药（1）皮下注射给药作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸。注射量约为0.1-0.3ml/10g体重。（2）肌肉注射给药小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。用药量不超过0.1ml/10g体重。(3)静脉注射给药用75%酒精棉球反复擦拭尾部,以达到消毒和使尾部血管扩张的目的.以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉更为充盈,右手持4号针头注射器,使针头与静脉平行(小于30°角),从尾巴的下1/4处进针,注射量为0.05-0.1ml/10g体重。

鼠尾静脉血管分布有一定特点：鼠尾左右两侧是两根尾静脉，其位置比较固定，容易注入。（4）腹腔注射使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。注射量为0.1-0.2ml/10g体重。进行腹腔注射时应注意：

1、针头刺入部不宜太近上腹部或太深，以免刺破内脏。

2、针头与腹腔的角度不宜太小，否则容易刺入皮下。

3、用的针头不要太粗，以免药液注射后从注射孔流出。注射后用棉球按一下注射部位。

4、为避免注射后药液从针孔流出，也可在注射时先使针头在皮下向前推一小段距离，然后再刺入腹腔。二、家兔给药1、灌胃给药使用开口器和导尿管灌胃。灌胃时，将动物固定好，把张口器放入上下腭之间，此时动物自然会咬住张口器；实验者用左手抓住动物的口，然后右手取适宜的粗细的导尿管，由张口器中央小孔插入，导管经口沿颌后壁慢慢送入食管内。插时动作要轻，防止插入气管。插后可在导管口用一根动物毛试一下有无随动物呼吸毛有摆动现象，如无即表示已进入胃内。在导管口处连接装有药液的注射器，即可慢慢灌胃内。2、静脉给药先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。3、肌肉注射给药

多选用两侧臀部或股部进行肌肉注射。固定动物后，右手持注射器，使之与肌肉呈60°夹角，一次刺入肌肉。注射完毕后用手轻轻按摩注射部位，帮助药液吸收。4、涂布法给药5、直肠给药和阴道给药

动物实验后的有关问题一、术后护理二、实验动物处死方法

1、颈椎脱臼法

用左手拇指和食指捏住小白鼠头的后部，并用力下压，右手抓住鼠尾，用力向后上方拉，即可使颈椎脱臼，瞬间死亡。2、空气栓塞法向动物静脉内注入一定量的空气，使之发生栓塞而死亡。兔一般选用耳缘静脉。兔静脉内注入20—40ml空气即可致死。3、放血法轻度麻醉动物后，固定于手术台上，行股部手术。暴露股三角区，分离股动脉（向心端用动脉夹夹住），并插入一根塑料管。打开动脉夹，使血液流入容器内，一般动物3—5min内即可致死。除股动脉外，常用颈总动脉放血。此法处死动物较为