动物实验报告

实验一大、小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血.二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄)、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。三、实验步骤1、抓取和固定1抓取：左手抓小鼠的尾根部2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部,右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。3同样操作将大鼠抓取和固定2、性别鉴定：1抓取和固定小鼠2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。雄性：距离长,毛发密（和其他部位一样）;雌性：距离短，毛发稀疏.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。给药灌胃法3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上,颈部拉直。3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压,此时可将药液灌入。3.1。3用大鼠重复同样操作注射给药1皮下注射1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤，3.2.1。2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位3。2。1.3用大鼠重复同样操作2腹腔注射1以左手固定小鼠，使腹部向上，2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感,回抽无回血或尿液，即可注入药液。3用大鼠重复同样操作3尾静脉注射1先将动物固定在暴露尾部的固定器内，2用75％酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，3以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠,右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入.4注入药液，无阻力，表示针头已进入静脉,注射后把尾部向注射侧弯曲,或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。4用大鼠重复同样操作4取血1内眦取血：1左手固定小鼠，食指和拇指轻轻压迫颈部两侧，使眶后动静脉充血。4.1。2右手持毛细采血管，以45度从内眼刺入，并向下旋转，感觉刺入血管后，再向外边退边吸,使血液顺承血管自由流入小管中，4。1。3当得到0.5ml血量后,放松加于颈部的压力，并拔出采血器,以防穿刺孔出血4.1。4用大鼠重复同样操作五、实验讨论1、小鼠抓取的感受：小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定.大鼠抓取方法基本同小鼠，抓大鼠时若操作者不熟练，或者大鼠特别凶猛，操作者最好戴上防护手套(帆布或硬皮质均可)。如若是灌胃、腹腔注射、肌肉和皮下注射时，可采用与小鼠相同的手法2、小鼠尾静脉注射感受：1尾静脉注射时,可用45～50度的温水浸润半分钟或用酒精擦拭，可使血管扩张，同时也可软化表皮角质.2如反复注入,应尽可能从尾末端开始，以后向尾根部方向移动注射先远后尽，不要一开始就从尾根部,失败了无法选取注射部位；再次,进血管后注意保持稳定，针尖很容易刺穿血管的。3尾静脉就在尾巴的正左右两边，先用酒精用力擦，可以去掉部分角质，然后按住近心端让充血,就很容易看到了。灌胃1针头插入食道过程中,若动物挣扎厉害，应退出后灌胃针，待动物安静后重新插入。切不可强行插入，以免损伤食道或误入气管导致动物死亡。2当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内,向外抽动注射器活塞，感觉有负压说明灌胃针未插入气管，此时可将药液灌入。篇二：动物实验报告动物实验(小鼠)的一般操作技术实习日期：2007—11—13一目的和要求：通过实际操作，使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。二实习内容:实验动物的抓取实验动物性别的鉴定实验动物编号的标记方法4实验动物被毛的去除5实验动物的给药途径和方法6实验动物的麻醉7实验动物的采血8实验动物的处死方法9解剖三实验的方法小鼠的抓取：抓取时先用手将鼠尾提起,放在实验台上,轻轻拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠两耳和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心,用左手无名指和小指按住尾巴和后肢,即可做其他实验操作作用。小鼠性别的鉴定：抓取小鼠后,观察动物肛门与生殖器之间的距离。距离远的为雄性,距离近的为雌性。成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓。小鼠编号的标记方法:用被毛染色法做小鼠编号。用苦味酸（黄色）,一般左前肢为1，左侧腹部为2，左后肢为3，头颈部为4，背部为5，尾根部为6，右前肢为7，右腹部为8,右后肢为9.用两种颜色可以染到99。小鼠被毛去除：有剪毛法，拔毛法，剃毛法，用硫化钠脱毛法。给药途径和方法:给药途径有经口灌胃法，经呼吸道吸入,经皮肤吸入和注射给药法.用一支特制的灌胃针进行灌胃,小鼠一般给1。5ml以下。用注射器抽好液体，然后抓取小鼠，针头延侧角通过食管进入胃内，然后将液体注入。小鼠的麻醉：麻药有挥发性的和非挥发性两种.给药途径有吸入性麻醉,注射给药.小鼠一般用腹部麻醉的方法。用水合氯醛300ml／kg，根据小鼠的体重给药0。25ml。抓取小鼠后，使针头和腹部成30度的角，刺入腹腔，回抽若无回血或者肠内容物可以注入。注入麻药5分钟后，小鼠失去知觉。小鼠的采血的方法：有静脉采血法，尾部采血法，眼眶静脉采血法和心脏采血法.将小鼠装入固定盒中，露出尾部，用二甲苯图擦，使尾静脉充盈。用锋利的刀片切断一根尾静脉即可用毛细管采血，也可用细注射器从尾静脉采血。小鼠的处死方法：用颈椎脱臼的方法或者注射过量的麻药使小鼠死亡.解剖：从腹部开始,查看腹部脏器,以肝脏胃脾肾输尿管姨小肠大肠膀胱前列腺性腺顺序。然后再看胸部,看到肺脏心脏胸腺等器官，并在直视的情况下进行了心脏的采血。然后再看颈部的解剖。最后解剖头部.四讨论和结论:通过此次实验，我们学到了实验动物的一般操作技术，如抓取和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。为以后进入临床进行实验研究做好了初步的准备。试验报告(三)一、试验目的:1。掌握豚鼠、兔、狗的一般操作方法，包括豚鼠的抓取和固定、编号、性别鉴定、给药、麻醉、采血、处死的方法。2．兔子的抓取和固定、被毛的去除、性别的鉴定、给药、采血和处死的方法。3．犬的抓取和固定、采血的方法。二、试验对象：豚鼠，兔，犬.三、试验步骤：（一）:豚鼠:1．抓取和固定：先用手掌抓住背部，将手张开，用拇指和食指握住颈部,再拿起来。2．编号:同大鼠。3．性别鉴定：雄性生殖孔呈圆形，雌性生殖孔呈椭圆形。4．给药、麻醉、采血（无尾静脉采血）、处死同大鼠。（二）:兔：1．抓取和固定：当兔子安静下来时，用右手抓住颈部的被毛与皮肤，提起兔，然后用左手托住其臀部,兔身的重量大部分落在手上。2．被毛的去除:多采用剪毛法。剪毛部位事先用纱布蘸生理盐水予以湿润，用弯头手术剪紧贴其皮肤依次将所需部位的被毛剪去。3．性别的鉴定:将生殖器附近的皮肤拔开，雄性可见一圆形孔，里面露出阴茎；雌性此处为一条朝向尾巴的长缝，呈椭圆形间隙，下端有阴道开口处。4．给药：（1）经口灌胃法：灌胃时用一木制的张口器(纺锤状，正中开小孔）横放于上下鄂之间，用绳固定。这时用左手抓住其嘴，右手将一细导尿管由张口器中央小孔插入,进入食管和胃。经导尿管缓慢注入5ml生理盐水。(2)耳缘静脉注射法：剪去耳缘部被毛，酒精擦拭并轻弹欲注射部位，促进静脉充盈。然后以左手拇指和食指压住耳根部，右手持注射器，顺血管方向刺入静脉，进针1cm，有血液回流后注入生理盐水2ml。5．采血：（1）经耳缘静脉采血：进针方法同耳缘静脉注射法。（2)耳动脉切割采血:剪去耳动脉表面被毛，酒精消毒皮肤。于耳动脉尖端处划破动脉并采血。(3)心脏采血：剪去心前区被毛，选取左侧心脏搏动最明显的肋间靠近胸骨缘为穿刺点(由剑肋角由下往上左侧第三肋间处）。消毒皮肤，左手固定，右手持连有七号针头的注射器与穿刺点垂直进针.顺利回抽到血液后即可采血。6．处死:空气栓塞法：同心脏采血法进针到心脏后注入20ml空气。（三）：犬:1．抓取与固定：毕格犬抓取容易。固定也相对容易.捆绑犬时先绑扎犬嘴。绑扎方法:用绷带从下颌绕到上颌打一结。然后绕向下颌再打一结,最后将蹦带牵引到头后，在颈顶上打第三个结。在这个结上在打一个活结.2．采血:(1）桡侧静脉采血法：抓取和固定好后剪去注射部位的被毛。用胶皮管绑住其前肢,使静脉充盈.试验者左手托住其前肢，右手持连有7号针头的注射器刺入内侧面皮下的桡侧静脉。进针1cm后回抽见血，即可采血。（2）小隐静脉采血法:抓取和固定好后剪去注射部位的被毛。试验者左手托住其后肢,右手持连有7号针头的注射器刺入皮下的小隐静脉。进针1cm后回抽见血，即可采血。四、试验总结：兔的心脏采血相对难掌握进针点.篇三：动物实验及报告编写要求附模板动物实验报告要求第一部分：动物实验概述应提供—个动物试验的主要内容提要，该提要应包括动物试验题目、研究小组成员、试验动物和研究产品的名称、试验用器械或药物的适应症、试验时间、试验目的、试验方法、试验研究动物、诊断及进入研究的主要标准、试验的产品信息、剂量、给药方式及批号、治疗持续时间、参考的治疗、剂量、给药方式及批号、评价标准(有效性、安全性)、统计方法、实验结论（效能结论、安全性结论、结论）及报告日期。该提要应包括表明结果的数字资料,而不仅仅是文字和p值。第二部分：实验内容(一）动物实验一般资料（动物类别选择实验用动物的入选标准和数量、试验用产品等）:（二)动物实验试验方法；(三）所采用的统计方法及评价方法；(四)动物实验评价标准；（五）动物实验试验结果；（六）动物实验试验中发现的副作用及其处理情况；（七）动物实验试验效果分析；（八）动物实验试验验结论；第三部分:实验（一）实验名称：要能够明确表达试验内容；（二）实验目的:要直截了当的说明为什么要进行这个试验，解决什么问题，具有什么意义;（三)试验器材：所有仪器、材料应介绍齐全；所用材料、试剂、诱导物对动物有无危害影响说明.（四）实验动物的选取(动物种类,性别，体重，年龄,品系，级别，健康状况，动物来源及其合格证号)；（五）分析可能影响到动物试验结果准确性的因素以保证试验结果的准确性、可靠性和重复性（环境因素；理化因素；营养因素;居住因素;同种动物间因素；异种动物间因素);（六）动物实验设计与分组(是否符合对照性、一致性、重复性三原则;该试验选取了什么设计方法,比如单组比较设计、配对比较设计等等；动物随机分组方法应具体描述，如分为两组或者三组或者每个动物一组时具体的操作方法，切忌不可简单的“随机"二字就带过).第三，实验基本技术的描述,包括：（一）实验动物的抓取与固定（哺乳类与非哺乳类动物的方法不同）;(二）动物的编号、标记(临时性、半永久性及永久性标记）及去毛（剪毛法、拔毛法、剃毛法、脱毛法）；（三)若该试验中动物需要麻醉，则采用了何种麻醉类型与方法（全身麻醉方法、局部麻醉方法）以及麻醉药物与麻醉剂用量（挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂），若过量麻醉，复苏和抢救措施是如何实施的;（四）动物的给药途径与方法:根据不同的实验目的、动物种类、药物类型来决定动物的给药途径与方法；（五）动物血液的采集方法(不同部位）；（六）动物各种体液的采集方法（不同部位）；（七）常见观察指标的测定与检查方法（生理指标测定方法;生化指标测定方法；血液学指标测定与检查方法；免疫学指标测定方法）;（八）受试动物的动物实验检查方法（一般检查内容及方法；系统检查及方法；动物脏器组织的活检方法）。第四,实验过程的描述，又分为药物研究的动物试验、免疫研究的动物试验、有关感染研究的动物试验、有关生殖与胚胎研究的动物试验这几方面。主要从具体试验要求，试验准备,观察指标以及结果分析与评价来说明。比如在药物长期毒性观察的动物试验方法中，需要对试验要求、观察指标和指标检测时间与恢复期观察三方面考虑，又如动物免疫血清的制备方法中，应对试验准备、免疫程序与效价测定和免疫血清的采集和提纯阐述，再如病毒增殖的动物接种试验里,应该对病毒增殖的鸡胚接种方法和动物感染病毒的接种方法作一描述.第五，试验结束后,对试验动物的处理：(一）若试验动物在试验过程中未受到大的伤害，则应对其采取福利措施善后处理，这里就需对处理方法做描述；若产生的伤害使动物及其痛苦，出于人道考虑,应对其采取安乐死，因此安乐死的方法应说明；(二）若需剖检,应记录剖检的物品准备,尸体的外部检查情况,脏器采出与检查方法，病理材料的采集和送检方法以及尸体剖检记录。第六，对动物试验数据的处理和分析结果.第七，通过该试验，作者还有什么需要值得改进，思考的地方都应说明。附件：植入式心脏起搏器产品动物试验动物试验的基本要求:动物实验的设计应尽量接近该器械在人体中的预期用途。一般认为犬模型适于用来评价起搏器。建议植入足够数量的动物／起搏器，以便于得出有效的结论。建议与起搏器配合使用的电极需选用已经过注册批准的电极导线，如对新起搏器无法获得批准过的电极导线，则试验时应考虑未经批准的电极导线对试验结果的影响.二、动物试验的内容研究目标⑴感知评价起搏器对心脏信号（r、p、t波和远场信号）及噪声的感知响应评价长期感知的稳定性对感知的p、r波与电生理分析仪的值进行比较验证在起搏、遥测过程中感知的准确性⑵对制造商标称的起搏器功能指标进行评估，并对各功能指标进行动物实验的必要性说明。例如模式转换、频率适应房室期间(raav）、起搏、睡眠特性、非竞争性心房起搏、频率等⑶起搏功能动物实验结束后，对起搏器的输出与起搏阈值准确性进行检查如果制造商标称起搏器具有夺获管理功能，应通过诊断趋势评估夺获管理的运行，与手动测量比较和核查异常中断的原因⑷电极导线阻抗测量验证电极导线阻抗测量特性在活体环境中能按照设计运行（例如极性确认、极性配置等)⑸程控的可靠性验证起搏器与程控仪编程通讯的可靠性，模拟实际使用的各种参数组合、参数调整⑹抗干扰试验验证通讯工具、家用电气、安检系统的干扰⑺植入物检测在活体环境下手动验证植入物性能特征⑻感染控制植入过程应按照临床使用要求在无菌环境下实施。对可疑的植入部位的感染应通过对潜在病原体的培养和鉴定以进行评价⑼植入位置验证对植入起搏器的位置的确认可采用x射线成像术证明动物选择及试验过程⑴实验基本条件：具备外科无菌手术条件,建议采用试验用犬。⑵模型制备:建议采用射频消融术、化学消融或外科手术等技术建立犬ⅲ°房室传导阻滞（ⅲ°avb)动物模型，建议每个型号的植入性起搏器实验动物应在9只或以上.以体表心电图和腔内心电图显示房室分离即视作达到手术终点。两组动物在手术后应用体表心电图和/或holter随访观察4周。模型稳定性的评价：在手术4周后随访体表心电图仍稳定地表现为ⅲ°房室传导阻滞（ⅲ°avb)，显示p、ors波分离.⑶起搏器植入方法及时间：按照人体临床使用的永久性起搏器植入方法进行植入，至少植入8周.⑷当对已上市的设备增加的新功能进行动物试验时,制造商可根据新增产品功能的具体实际情况酌情选择试验动物数量，但是其得到的试验结果应能支持其设备新功能的临床安全有效性。试验需纪录的电生理指标：检测起搏器植入即刻及随访1、2、3、4周时以0.5脉宽刺激时的阈值.起搏参数及监护参数：包括起搏器的电性能指标和起搏模式。动物的生理指标监测及试验后起搏器外观和植入部位的情况分析.三、动物试验分析评价及结论制造商需对取得的动物试验数据进行最终的风险分析及评价,并得出研究结论。在试验时应对试验动物使用生理参数监护仪，监测动物的生理指标。试验结束后，取出起搏器并对起搏器外观和植入部位进行分析。动物心脏应被完整切离并检查是否存在任何病变和／或损伤。提供描述手术前后动物活动情况的摘要。建议进行以下方面评价，记录、分析检测数据以验证设备的功能、特性、安全性：感知评价长期(1个月）感知的稳定性;对感知的p、r波与电生理分析仪的值进行比较；验证在起搏器起搏、遥测过程中的准确性；对起搏器具有的特殊功能进行评价.夺获管理通过诊断趋势评估心房夺获管理、左右心室夺获管理的运行情况,与手动测量比较、检查异常的原因.电极导线阻抗测量验证长期（1个月）电极导线阻抗趋势的稳定性验证电极导线测量特性在活体环境中能否按照设计运行.程控的可靠性验证起搏器与程控仪编程通讯的可靠性,模拟实际使用的各种参数组合参数调整抗干扰试验验证通讯工具、家用电器、安检系统等外界干扰的影响程度植入性检测：在活体环境下用程控仪验证植入物性能特征。感染控制植入过程中应按照临床使用要求在无菌环境下实施.对可疑植入部位的感染通过对潜在病原体的培养和鉴定加以评价.植入部位验证对起搏器植入部位采用x射线成像术证明确认.篇四：小学三年级科学上动物实验报告实验报告单实验报告单实验报告单实验报告单篇五：动物实验报告动物实验（小鼠)的一般操作技术一目的和要求:通过实际操作,使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。二实验内容：实验动物的抓取实验动物性别、发情和配种的鉴定实验动物编号的标记方法4实验动物被毛的去除术5实验动物的给药途径和方法6实验动物的麻醉7实验动物的采血8实验动物的处死方法9雄性不育小鼠的制备三实验的方法小鼠的抓取：抓取时先用手将鼠尾提起,放在实验台上，轻轻拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠两耳和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心，用左手无名指和小指按住尾巴和后肢，即可做其他实验操作作用.实验动物性别、发情和配种的鉴定：1抓取小鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离。距离远的为雄性，距离性别鉴定:○近的为雌性。成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓，雌性肛门与生殖器之间有一无毛动物仰卧保定，观察乳头。雄性乳头不能明显，雌性乳头明显。小沟。○发情鉴定（阴道分泌物检查)材料：生理盐水,蒸馏水,显微镜，载玻片，细棉签，性成熟小鼠原理：哺乳类雌性动物性成熟后出现情动周期，啮齿类动物在动情周期不同阶段，阴道膜发生典型的变化.操作:.用左手拇指和食指固定小鼠的颈部,将小鼠倒放在手掌上，用左手小指固定小鼠尾巴，然后用适宜大小的移液器吸取20至30ul生理盐水于小鼠阴道内反复抽吸5次。将抽吸得到的液体滴在用多聚赖氨酸预先处理过（防止脱片）的载玻片上，用移液器吸头将其均匀涂抹开。3.涂片自然干燥后，用甲醇固定3分钟。4。待其干燥后，先用瑞氏染液染色5至8分钟，冲洗后立即吉姆萨染液染色5至8分钟，用水漂洗后自然干燥，待检。5.显微镜下观察阴道涂片的变化,见下图。附:小鼠发情周期阴道细胞的变化小白鼠性周期4～5天，发情持续时间大约9～12小时或20小时，排卵是在发情开始后2~3小时。配种鉴定：○1阴道栓法○2涂片检查法。小鼠编号的标记方法：用被毛染色法做小鼠编号。用苦味酸（黄色),一般左前肢为1，左侧腹部为2，左后肢为3，头颈部为4，背部为5,尾根部为6，右前肢为7，右腹部为8,右后肢为9。用两种颜色可以染到99。小鼠被毛去除：给药途径和方法：有剪毛法，拔毛法，剃毛法，用硫化钠脱毛法。5给药途径有经口灌胃法，经呼吸道吸入，经皮肤吸入和注射给药法.用一支特制的灌