实验动物基本操作

实验动物基本操作第1页/共63页第一节动物实验前的准备一、动物实验室的选择二、实验动物的购买三、实验动物编号与标记

第2页/共63页一、动物实验室的选择1.根据实验目的选择合适的实验室及饲养室。

2.动物实验室要与实验动物同等级别。

3.饲养室应符合实验动物的生活习性及国家实验动物设施各项标准。

第3页/共63页二、实验动物的购买

1.应购买有实验动物生产供应许可证的单位所生产繁殖的实验动物，并应索取相应实验动物的质量合格证明。2.如果从外地购买的动物，应考虑运输中的各种因素对实验动物的影响，并应查阅运输检疫证明。3.购买的动物需要经过3-7天的隔离检疫、观察。第4页/共63页三、实验动物编号与标记方法

（一）染色法：

1、单色涂染法：在每组动物不超过l0只或一个实验不超过40只的情况下适用。实验动物：大鼠、小鼠。

常用染色剂：3-5％苦味酸溶液，可染成黄色。第5页/共63页

方法步骤：

(1)涂染原则：从左到右、从上到下。

(2)左前肢为l号、左侧腹部2号、左后肢3号。

(3)两耳后部4号、背中部5号、后肢背部6号。

(4)右前肢7号、右侧腹部8号、右后肢9号。

(5)尾巴根为10号。（6）额部为20号第6页/共63页

2、双色涂染法：

在每组动物不超过100只的情况下适用。实验动物：大鼠、小鼠。

常用染色剂：

(1)3-5％苦味酸溶液，可染成黄色。

——作为“个”位数。

(2)0.5%中性红或品红溶液，可染成红色。——作为“十”位数。

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方法步骤：

(1)用两种颜色同时进行染色标记。

(2)用苦味酸(黄色)染色标记作为个位数，个位数的染色标记方法同单色涂染法。(3)用品红(红色)染色标记作为十位数，第8页/共63页（4）左前肢为10号、左侧腹部20号、左后肢30号，两耳后部40号、背部50号、后肢背部60号，右前肢70号、右侧腹部80号、右后肢90号第100号不作染色标记。

第9页/共63页（二）穿耳孔法

用专用耳空器在动物耳朵不同部位打一小孔或缺口表示一定号码的方法，原则是：左耳代表十位，右耳代表个位。实验动物：兔、犬、猪（三）标牌法一般挂在动物的颈部、耳朵、脚上或实验动物：犬、猴（四）烙印法（五）剪毛法第10页/共63页第二节实验动物的捉拿与固定大小鼠的捉拿与固定豚鼠的捉拿与固定兔的捉拿与固定犬的捉拿与固定第11页/共63页

一、小鼠的抓取保定：

器材：小鼠饲养盒+面罩1套。

方法步骤：

1、用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将小鼠提起，放在饲养合的面罩上。

2、用左手拇指和食指迅速、准确地捏住小鼠的两耳后及颈背部的皮肤，将小鼠提起。第12页/共63页

3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条直线。

4、用左手无名指压住小鼠背部的皮肤，小指压住小鼠的尾巴根部。

5、松开捏住小鼠尾巴的右手拇指和食指。

此法适用于肌注、腹腔注射、灌胃等

第13页/共63页二、大鼠的抓取保定：大鼠的抓取保定：器材：大鼠饲养盒+面罩1套。方法步骤：4-5周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。

第14页/共63页三、豚鼠的抓取保定器材：大鼠饲养盒+带面罩l套。

方法步骤：

1、先用左手轻轻扣、按住豚鼠背部。

2、顺势抓紧其肩胛上方皮肤，拇指和食指环箍其颈部。

3、用右手轻轻托住其臀部，即可将豚鼠抓取保定。抓豚鼠时，一般不要抓腰腹部位，否则易造成肝破裂而引起死亡。第15页/共63页

四、兔的抓取保定：(一)方法1：步骤：

1、用右手抓住兔颈部的被毛和皮肤，轻轻把兔提起。

2、用左手托住兔的臀部。

第16页/共63页(二)方法2：器材：兔保定架1个。步骤：1、打开保定架的上盖，抓取并将兔放进架内，迅速关上保定架的上盖。2、右手抓住兔耳朵将头部拉过保定架的卡栓，将兔的脖子保定。3、如果兔挣扎，可用手在它的背上轻轻抚摸，使其安静。

第17页/共63页五、犬的抓取与固定

用特制的长柄狗头钳夹住狗颈部，将其按在地，由助手用绳子将其四肢及嘴固定好。扎口时注意松紧，保证动物正常呼吸。第18页/共63页第三节实验动物的麻醉

动物麻醉是消除动物手术疼痛，便于实验操作，保证动物安全，为手术创造良好的条件。动物全身麻醉分四期：1.第一期：随意兴奋期，出现运动与运动失调；2.第二期：不随意兴奋期，由意识完全丧失至规则的自动呼吸开始时止。3.第三期：外科麻醉期，4.第四期：延髓麻醉期，进入此期，麻醉已严重过量。第19页/共63页麻醉方法与麻醉药麻醉方法：全身麻醉和局部麻醉，通过吸入、注射（静脉、皮下、肌肉、腹腔）、口服、灌胃等方法使动物麻醉。常用麻醉药物：乙醚（吸入），戊巴比妥钠、硫贲妥钠、氯胺酮（静脉），普鲁卡因、利多卡因（局麻），第20页/共63页常用麻醉药的剂量及注射途径种类戊巴比妥硫贲妥钠盐酸氯胺酮水合氯醛乌拉坦mg/kg途径mg/kg途径mg/kg途径mg/kg途径mg/kg小鼠3550IVIP2550I.V.IP22-44IM400IP--大鼠2550IVIP2040IVIP22-44IM300IP0.75IP豚鼠3040IVIP2055IVIP22-44IM200-300IP1.5IP家兔3040IVIP20IV22-441.0IVIP狗30IV25IV125IV1.0IV猪<45kg>45kg30-2015IVIV10-95IVIV10-1510-15IMIM第21页/共63页麻醉注意事项

麻醉前应禁食8h以上麻醉前应准确称体重注意麻醉剂量麻醉过程中注意观察动物的反应情况注意保温静脉注射时必须缓慢，在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平第22页/共63页第四节给药方法

实验动物常用的给药方法有口服、注射、吸入等一、经口给药1.自动口服给药：2.灌胃给药:是借器械将药物直接灌入动物胃内的方法。此法可以准确控制给药量，但如果操作不当易造成动物死亡。＊（1）大小鼠灌胃：第23页/共63页

方法步骤：1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药液。2.操作前，大致量一下从口到胃的距离，估计灌胃针头插入的深度。3.左手捉持动物，使头部向上。3、右手持针，把灌胃针头的前端放进动物的口腔，顺着上腭部插入咽部，顺咽后壁轻轻往下推，灌胃针会顺着食管滑入动物的胃内，此时没有抵触感。4、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中的药液灌入动物的胃中。第24页/共63页剂量：小鼠约0.1-0.5ml／10g体重。最大体积为1.0ml/只大鼠约1-2ml／100g体重，最大体积为1.0ml/只注意：在灌胃过程中，避免误插入气管。第25页/共63页（2）兔灌胃

原理：将药液直接注入兔的胃内。

器材：兔开口器、14号胃管、注射器1支、生理盐水、烧杯、石蜡油。

第26页/共63页

步骤：

1、将兔放进保定架内，助手用手轻轻压住兔的背部，避免兔的挣扎。

2、灌胃者用左手拇指和中指挤压兔两颊，将下颌挤开使兔被动张口。

3、右手将开口器从一侧口角插入口腔并固定。

4、用泡在石蜡油中的胃管，经开口器的孔插入，向前推进约15cm，可达胃内。

5、在插管时应将胃管另一端泡在水中确认没有冒气泡，即可用注射器经胃管注入药液。第27页/共63页灌胃量：

80-150ml／只／次。注

意：在灌胃过程中，避免误插入气管。

第28页/共63页（二）注射给药

1、皮下注射给药：

原理：将药液注入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环。器材：1m1注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。

第29页/共63页方法步骤：

(1)注射部位：颈背部、腋下、腹侧和后肢的皮下

(2)常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一锐角角度刺入皮下.

(3)将针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。

注射量：0.01ml—0.03ml／g体重。第30页/共63页2.皮内注射此法用于观察皮肤血管通透性变化或皮肤反应。注射部位：动物背部脱毛，用针头平直进入皮内，注射药液后，皮肤表面鼓起小泡，停片刻拔出针头。第31页/共63页3.肌肉注射给药

原理：将药液注入动物的肌肉组织，经毛细血管吸收进入血液循环。

器材：1ml注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。

注射部位：一般选择肌肉丰富而无大血管通过的臀部或大腿外测，回抽无血即可注射。第32页/共63页4.静脉注射给药（1)大小鼠尾静脉注射原理：将药液注入小鼠的尾静脉。器材：1m1注射器1支、生理盐水、烧杯、金属笼或大小鼠器、酒精、碘酒、棉球。

第33页/共63页方法步骤：

(1)将大小鼠放在金属笼或小鼠固定器中，通过金属笼或大小鼠固定器的孔拉出鼠尾巴。

(2)用左手捏住鼠尾巴中下部，用75％酒精棉球反复擦拭尾部。

第34页/共63页(3)注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾两侧，用食指从下面托起尾巴，以无名指夹住尾巴的末梢。(4)右手持4号针头的注射器，使针头与静脉平行（小于30度角）。

第35页/共63页(5)从鼠尾巴下1／4处进针，仔细观察，如果无阻力，无白色皮丘出现，说明已刺入血管，即可注入药物。(6)拔出针头后，用干棉球压住注射部位约l、2min，防止出血。

注射量：小鼠

0.005m1—0.01m1／g体重。

大鼠1.0-2.0

m1／100g体重第36页/共63页（2）兔耳缘静脉给药原理：穿刺兔的耳缘静脉器材：兔保定架、注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。第37页/共63页

方法步骤：

(1)将兔放在保定架内保定。(2)酒精消毒并揉搓血管，使兔的耳缘静脉充盈。

第38页/共63页

(3)用左手食指和中指夹住兔的耳缘静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指和小指放在耳郭下作垫。

(4)右手拿注射器，针尖的斜面朝上，将针头从远心端插入血管，放松对静脉近心端的压迫，回抽有血即可注射，拔针后用棉球止血。

第39页/共63页（3）犬静脉注射

注射部位:前肢静脉、后肢小隐静脉第40页/共63页5.腹腔注射给药

注射部位:腹中线两侧、腹股沟水平部位。6.脑内注射：7.椎管内注射：此法主要用于抽取脑脑脊液8.关节内注射：9.淋巴囊注射：蛙类常采用此法第41页/共63页第五节各种检验标本的采集方法

一、采血1.尾巴尖采血：常用于大小鼠，小量采血。可以多次采血。2.眼眶静脉丛采血：常用于大小鼠、沙鼠的常规血液检查。微量采血。3.摘眼球采血:血量较多，常用于大小鼠、沙鼠4.腹主动脉采血：常用于大小鼠、沙鼠，动物要麻醉后进行，用针管在腹主动脉分叉处，与血管平行刺入，此法采血量大。5.心脏采血：6.兔耳缘静脉或耳中动脉、颈动脉采血7.犬在前肢静脉、后肢小隐静脉采血8.猴可在指尖、足跟、后肢皮下静脉、颈静脉采血9.猪小型猪为耳大静脉、后肢静脉第42页/共63页小鼠各种采血方法的最大采血量剪尾巴采血：0.1ml/次，可以用温水（50℃）浸泡几分钟或放恒温箱几分钟，使其尾巴血管充盈，剪去尾巴1-2mm.摘眼球采血：0.1-0.6ml/次心脏采血：0.5-0.6ml/次断头采血：0.8-1.0ml/次眼眶静脉丛采血：0.2-0.3ml/次，取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管，临用前折断成1-1.5cm长的毛细管段，浸入1％肝素溶液中，干燥后用。大鼠、豚鼠、兔均可采用此法。第43页/共63页二、采集体液1.胸水的采集2.腹水的采集3.消化液的采集:主要有唾液、胃液、胆汁、胰液4.尿液的采集5.骨髓液的采集6.动物精液的采集7.乳汁的采集第44页/共63页尿液的采集

⑴代谢笼法:此法较常用于大、小鼠，成熟小鼠尿量1-3ml/24h，大鼠为55-75ml/24h⑵导尿法：常用于雄兔、犬等动物，要轻度麻醉，可以采到无污染的尿液。⑶压迫膀胱法：此法适用于兔、猫、犬等大动物。⑷输尿管插管法第45页/共63页

⑸膀胱插管法⑹膀胱穿刺法⑺剖腹采尿法⑻反射排尿法：适用于小鼠。第46页/共63页三、采粪大、小鼠：采用代谢笼兔：大量，采用代谢笼犬、猴、猪:采集自然排出的粪便。第47页/共63页第六节实验动物的安死术实验动物的处死必须遵循实验动物的伦理要求和动物福利法按照人道主义原则处死实验动物。一、“安死术”的概念：即安乐死术，是指以人道的方法处死动物过程。在处死动物的过程中尽量减少动物的惊慌、焦虑，使其安静地、无痛苦地死亡。二、采用安死术必须符合的标准。第48页/共63页采用安死术必须符合的标准。1.死时无惊恐、疼痛表现。2.使其在最短时间内失去意识迅速死亡。3.方法可靠且可重复。4.对操作人员安全。5.采用的方法要与研究要求和目的一致。6.对观察者和操作者的情绪影响最小。7.对环境的影响最小。8.需要的机械设备简单、价廉、易操作。9.处死动物地点应远离并与动物房隔开。第49页/共63页安死术的常用方法颈椎脱位法

是将实验动物的颈椎脱臼，断离脊髓致死，为大、小鼠最常用的处死方法。空气栓塞法

处死兔、猫、犬常用此法，兔、猫为20-40ml,犬为80-150ml.过量麻醉处死

此法多用于处死大鼠、豚鼠和家兔,吸入乙醚或腹腔注射巴比妥钠。二氧化碳吸入法让实验动物吸入大量C02等气体而中毒死亡。断头处死法、击打头盖骨处死法第50页/共63页第七节尸体检查及脏器标本采集原则与检查方法尸体的外部检查技术尸体内脏器官采集技术尸体内脏脏器检查技术第51页/共63页第八节实验外科的基本操作技术术前准备无菌技术手术的基本操作技术术后的动物护理与观察第52页/共63页一、术前准备

1.手术室的要求与准备手术室的位置及设计原则、手术室的设备等2.动物准备3.手术器械、物品、敷料的准备第53页/共63页二、无菌技术：是针对微生物及感染途径所采取的一系列预防措施。包括灭菌、消毒法、操作规程及管理制度。第54页/共63页三、手术的基本操作技术

1.手术器械的使用常用的手术器械是手术刀、手术剪、持针钳、血管钳、缝针等

2.实验外科的技术要求：稳、准、轻、快。

3.实验外科的基本操作技术:无