动物生理学实验指导(生院)

PAGEPAGE25动物生理学实验指导张素华编动物科技学院生理实验室第一部分实验总论第一节绪论一、实验目标与要求

通过实验使学生初步掌握生理学实验的一些基本操作技能，学会检查人体功能活动的一些测试方法，验证和巩固某些基本理论知识，培养认真、负责、严谨求实的态度和团结协作的良好作风，增强对事物进行观察、比较、分析和综合的能力。为此要求：1.实验前应仔细阅读实验指导，了解本次实验的目标、原理、步骤等，并复习有关理论知识。2.实验时要按照实验指导及教师的指示进行操作和观察，客观、及时地记录实验现象或结果，并联系讲授内容进行思考。3.实验后须及时整理实验记录，分析实验结果，按照规定格式书写实验报告，按时交负责教师评阅。

二、实验报告书写要求

因实验内容不同，可以填表、叙述等形式写出报告。书写要整洁，文字应简练、通顺。首先注明班级、组别、姓名、实验日期，写出实验题目、实验目标等项目，然后着重书写实验结果以及分析和讨论。并要求：1.实验结果必须凭自己观察，随时记录，如实填写。有曲线记录的，经必要注明后，剪贴在实验报告上。2.分析和结论实验结果的分析，是根据学过的理论知识对结果进行解释。如果出现非预期的结果时，应分析其可能的原因。实验结论，是从实验结果中归纳出概括性的判断，即本次实验所验证的理论概要。

三、生理实验室规则

1.须携带实验指导、记录本等文具准时进实验室，并穿戴实验衣帽。2.遵守学习纪律，保持实验室安静；严肃、认真、安全地进行实验，不做与本实验无关的事情。3.实验室的一切物品，未经教师许可，不得擅自取用或带出。4.各组应用的实验器材、物品，在使用前应查点清楚，不得随意与别组调换；如遇机件不灵或损坏时，应报告教师，以便及时修理或更换。5.节约水电及一切消耗性物品，爱护仪器和用具。损坏物品应赔偿。6.保持实验室整洁。公共器材和药品用毕后立即归还原处，动物尸体和废弃物应放到指定地点。7.实验完毕，应将实验器材、用品和实验台收拾干净，查点清楚，放还原处。各小组轮流搞好实验室的清洁卫生，关好窗户、水电，经教师检查无误后，方可离开。四、常用生理盐溶液的配制1．常用生理盐溶液生理学实验中常用的生理盐溶液有数种，其成分和用途各异，如下表所示。药品名称任氏溶液(Ringer，s)用于两栖类乐氏溶液（Locke，s）用于哺乳类台氏溶液（Tyrode，s）用于哺乳类（小肠）生理盐水两栖类哺乳类氯化钠（NaCl）6.5克9.0克8.0克6.5克9.0克氯化钾（KCl）0.14克0.42克0.2克——氯化钙（CaCl2）0.12克0.24克0.2克——碳酸氢钠（NaHCO3）0.20克0.1～0.3克1.0克——磷酸二氢钠(NaH2PO4)0.01克—0.05克——氯化镁(MgCl2)——0.1克——葡萄糖2.0克（可不加）1.0～2.5克1.0克——蒸馏水加至1000毫升1000毫升1000毫升1000毫升1000毫升配制生理盐溶液的方法，是先将各成份分别配成一定浓度的基础溶液(见下表)，然后按表所载份量混合之。成份浓度(％)任氏溶液乐氏溶液台氏溶液氯化钠(NaCl)2032.5毫升45.6毫升40.0毫升氯化钾(KCl)101.4毫升4.2毫升2.0毫升氯化钙(CaCl2)101.2毫升2.4毫升2.0毫升磷酸二氢钠(NaH2PO4)11.0毫升—5.0毫升氯化镁(MgCl2)5——2.0毫升碳酸氢钠(NaHCO3)54.0毫升2.0毫升20.0毫升葡萄糖

2.0克(可不加)1.0～2.5克1.0克加蒸馏水至

1000毫升1000毫升1000毫升应当注意的是，氯化钙溶液须在其它基础溶液混合并加蒸馏水稀释之后，方可一面搅拌一面逐滴加入，否则将生成钙盐沉淀．葡萄糖应在临用时加入，加入葡萄糖的溶液不能久置。2．氨基甲酸乙酯常用于兔、猫、狗、蛙的全身麻醉药，使用方便，一次给药可维持4-5小时。剂量为1克／公斤体重．即20％的溶液5ml。第二节动物生理学常用动物及基本操作技术一．实验动物生理学实验主要以活的动物为对象，如鱼、蛙、家兔、小白鼠、大白鼠、羊、鸡等。实验动物的选择必须根据不同的实验目的。如心脏生理实验要求心脏标本存活期长，所需条件简单——可以选蛙类等。接近保定动物必须遵守操作规程，密切注意动物反应。保证人和动物的安全。1.两栖类生物医学中常用蟾蜍和青蛙，分别属于两栖纲无尾目的蟾蜍科和蛙科。它们皮肤光滑、湿润、有腺体无鳞片。蛙类的心脏在离体情况下仍有节奏地搏动很久，常用来研究心脏的生理、药物对心脏的作用。腓肠肌和坐骨神经可用来观察外周神经的生理功能和骨骼肌的收缩。蛙的制动一般采用损毁脑及脊髓的办法。左手握蛙，用食指将蛙头下压成直角，右手指可触摸到柔软凹陷的枕骨大孔，用蛙针刺入向前搅动捣毁脑。2.家兔属哺乳动物兔型目。解剖学上，家兔颈部有降压神经独立分支，属于传入性神经，适合做急性心血管实验。家兔较驯服，一般不会咬人。但有的品种（如长毛兔）或在哺乳、刚产仔和有咬癖时也会咬人，所以必须防备。家兔的脚爪锐利，若不小心或方法不当易被其抓伤，或造成兔子的创伤甚至导致流产等。正确的捉兔方法是，一只手在兔子头前挡住，当它匍匐在地时，顺势大把抓住双耳及颈部皮毛，承重在颈部皮毛上，迅速提起，另一只手托住臀部和下腹，抱在胸前。二．常用麻醉剂临床手术以及术前捕捉制动等，都会引起动物的疼痛、不适、恐惧等对身心的恶性刺激，还会在动物体内引起实质性的变化，从而影响实验结果的质量。因此实验常在手术前对动物进行毁脑或麻醉。麻醉措施也会在动物体内造成变化，但这些变化是能够预见和可以控制的，并且任何一项手术都能引起比麻醉时更大的不适。鼠等效果也好。由于戊巴比妥钠对心肌、血管平滑肌和呼吸中枢有抑制作用，一般不用于心.血管和呼吸机能方面的研究。麻醉时需有尼克刹米备用。乌拉坦(氨基甲酸乙酯)可导致较持久的浅麻醉，对呼吸无明显影响，安全系数大。兔对其较敏感，狗、猫、鸟类（1.25g/kg）、蛙类（2g/kg）等均可用。兔狗猫用量每公斤体量0.75～1g，配成20%或25%溶液耳缘静脉注射。

三．手术器械与使用手术器械是施行手术的必需工具，虽然手术器械的种类、样式很多，但其中有一些是各类手术所必须使用的基本器械，正确和熟练地掌握这些器械的使用方法，对于保证手术操作的顺利进行关系很大。1.蛙类解剖器材（1）剪刀：粗剪刀用于剪骨骼和皮肤等粗硬组织；手术剪用于剪肌肉、腱膜等一般软组织；眼科剪刀用于剪神经、血管、心包膜等细软组织。（2）镊子：手术镊用于牵提皮肤夹捏肌肉等组织；眼科镊用于夹捏细软组织。（3）探针：用于破坏脑和脊髓。（4）玻钩：用于分离神经、血管。（5）锌铜弓：用于对神经肌肉标本施加刺激，以检查其兴奋性。（6）蛙心夹：用于夹住心尖，另一端借缚线连于杠杆，以描记心脏舒缩。（7）蛙板和蛙钉：用蛙钉将蛙腿固定于一约20cm×15cm的木板上。制备神经肌肉标本，应在清洁的玻璃板上操作，为此可在板中央嵌一玻璃板。2.哺乳类动物手术器材（1）手术刀：用于切开皮肤和器官。（2）剪刀：剪毛用粗剪刀；剪线及一般软组织用手术剪刀；剪破血管、输尿管以便插管时使用眼科剪刀。（3）镊子：圆头镊子用于夹捏组织和牵提切口处的皮肤；眼科镊子用于夹捏细软组织。（4）止血钳：用于提起皮肤切口、分离皮下组织和夹钳血管止血。蚊式止血钳适用于分离小血管及神经周围的结缔组织。（5）动脉夹：用于阻断动脉血流。（6）气管插管：急性动物实验时插入气管，以保证呼吸道通畅。（7）动脉插管：急性动物实验时插入动脉，另一端接水银检压计或血压换能器。（8）解剖台：固定动物，以便实验操作。有兔解剖台、狗解剖台。（9）注射器：用于注射各种药物和溶液。（10）搪瓷盆、杯等：用于放置手术器械、溶液、兔毛等。四．生理手术的组织与实施生理手术由密切相关的术前准备、手术实施和术后工作等三部分组成。1.术前准备包括人员、器具和实验动物准备三个方面。术者：是手术的执行者。应全面负责术前诊断，拟定手术计划和总结工作。手术助手：是协助术者完成手术工作，所以应当了解手术进程及术中术者的意图，从扩创固定、结扎止血、组织缝合都应使术者感到“得心应手”，如果不能很好地同术者配合，将影响手术进行。器械助手：负责器械、术中负责传递器械、纱布及准备缝针、缝线。术后做好清理工作。麻醉助手：除努力做到术中麻醉平稳和安全外，并负责对实验动物的全身检查、并作好记录。监测动物生理状况，有特殊情况及时报告术者，做好急救工作。保定助手：负责动物的保定，注意人畜安全；协助麻醉助手。凡参加手术的人员应分工明确，密切协作，同心协力，确保手术顺利完成。实验完成后，要及时处理动物。急性实验后处死动物，要考虑简便快速的方法，以减轻动物挣扎的痛苦。可根据动物大小选择采用颈椎脱臼法（如小鼠）、空气栓塞法（如兔）、打击法、急性大量放血法、药物致死法和断头法等。五．基本生理手术操作虽然生理手术的种类多样，手术的范围、大小和复杂程度也有很大的不同，但手术的基本操作，如组织分离、止血、打结和缝合的技术是基本相同的。因此，掌握手术基本操作技术是做好一切手术的基础。在学习生理手术过程中，必须认真作好基本功的训练，做到正确、熟练地掌握基本操作，才能逐步做到动作稳健、敏捷、准确、轻柔，缩短手术时间，提高手术的效率和成功率。1.组织分离组织分离包括使用带刃器械（刀、剪）作锐性切开和使用止血钳、手术刀柄或手指等作钝性分离。钝性分离是将有关器械或手指插入组织间隙内，用适当的力量分离或推开组织。这种方法适用于肌肉、皮下结缔组织、筋膜、骨膜和腹膜下间隙等。优点是迅速省时，且不致误伤血管和神经。但不应粗暴勉强进行，否则造成重要血管和神经的撕裂或器械穿过邻近的空腔脏器或组织，将导致严重后果。锐性切开和钝性分离各有优点，在手术过程中可以根据具体情况，选择使用。总的目的是充分显露深部组织和器官，同时又不致造成过多组织的损伤。为此，必须注意确定准确切开的部位，控制切口大小以满足实验需要为度，切开时按解剖层次分层进行等。2.止血在手术过程中，组织的切开、切除等都可造成不同程度的出血。因此，在手术操作中，完善而彻底地止血，不但能防止严重的失血，而且能保证术部清晰，便于手术顺利地进行，避免损伤重要的器官，有利于切口的愈合。小血管出血或静脉渗血，可使用纱布或干棉球压迫止血法，是按压，不可擦拭，以免损伤组织和使血栓脱落。若未能确切止血，用此法也可清除术部血液，辨清组织及出血点以进行其他有效的止血方法。较大的出血，特别是小动脉出血时，先用止血钳准确夹闭血管断端，结扎后除去止血钳。较大的血管应尽量避开，或先作双重结扎后剪断。3.颈部分离血管神经将麻醉好的家兔仰卧保定在手术台上。剪去颈部被毛，于甲状软骨下方纵行剪（切）开皮肤约5cm。用止血钳等器械钝性分离皮下组织和肌肉，直至暴露气管。左手拇指和食指捏住切口缘的皮肤和肌肉，其余三指从皮肤外侧向上顶，右手持玻璃分针。在气管一侧找到颈部血管神经束，粗壮搏动的是颈动脉，与颈动脉伴行的神经中最细的为降压神经（又称主动脉神经），最粗的为迷走神经，交感神经居中。辨认清楚后，才能分离，避免先分离搞乱位置后使神经与筋膜难以辨认。分离时根据需要先将较细的神经分离出来，再分离其它神经和血管，并随即在各血管神经下穿埋粗细颜色不同的丝线以标记。在类似的分离操作中，尽量避免用金属器械刺激神经，更要防止刃器或带齿的器械损伤血管神经，多用烧制好的玻璃分针或玻璃钩顺血管神经的走向剥离。4.插管术

动物插管是为了保证动物的正常生理状态而常用的一种处理方法，如为了保证动物的肺通气通畅，需做气管插管，使动物通过气管插管进行呼吸；为了测定血压或放血；注射、取血、输液等需采用血管插管。

(1)插管的一般原则：动作要轻，创面要小，尽量避免对周围组织的损伤，减少对动物的伤害；所有插管要与所在组织扎牢，以免脱落；保持所裸露组织的湿润；经常观察插管部位，以防意外情况出现。

(2)气管插管

动物（以家兔为例）暴露、游离出气管，并在气管下穿一较粗的线。用剪刀或专用电热丝于喉头下2～3cm处的两软骨环之间，横向切开气管前壁约1/3的气管直径，再于切口上缘向头侧剪开约0.5cm长的纵向切口，整个切口呈”┴”

。若气管内有分泌物或血液要用小干棉球拭净。然后一手提起气管下面的缚线，一手将一适当口径的“Y”气管插管斜口朝下,由切口向肺插入气管腔内，再转动插管使其斜口面朝上，用线镈结于套管的分叉处,加以固定

(3)颈动脉插管

事先准备好插管导管，取适当长度的塑料管或硅胶管，插入端剪一斜面，另一端连接于装有抗凝溶液（或生理盐水）的血压换能器或输液装置上，让导管内充满溶液。

给动物静脉注射肝素（500U/kg），使全身肝素化(也可不进行此操作),分离出一段颈总动脉，在其下穿两根线备用。将动脉远心端的线结扎，用动脉夹夹住近心端，两端间的距离尽可能长。用眼科剪在靠远心端结扎线处的动脉上呈45º度剪一小口，约为管径的1/3或1/2，向心脏方向插入动脉导管，用近心端的备用线，在插入口处将导管与血管结扎在一起，其松紧以开放动脉夹后不致出血为度。小心缓慢放开动脉夹，如有出血，即将线再扎紧些，但仍以导管能抽动为宜。将导管再送入2～3cm，并使结扎更紧些,以使导管不致脱落。用远心处的备用线围绕导管打结、固定。操作完毕后将血管放回原处。

5.腹壁切开法第三节计算机生物信号采集处理系统基础医学实验手段和设备的不断更新，促进了机能学实验研究的发展。计算机是一种现代化、高科技的自动信息分析、处理设备。利用计算机采集、处理生物信息，让计算机进入机能学实验室已成为必然趋势。一、计算机在机能学实验中的应用一）计算机应用的一般过程通常人们把电子的、机械的以及磁性的各种部件所组成的计算机实体称为硬件，如输入设备、中央处理器(CPU)、内存储器、外存储器、输出设备等。而把指挥计算机工作的各种程序和数据称为“软件”。在实际使用时，首先从输入设备键盘、鼠标、磁盘将程序及数据送入内存，再输入让程序运行的命令，这时中央处理器就按照内存中程序的安排，从中取出数据到运算器内进行运算、处理，并将结果送回内存中保存。同时将运行的结果按照要求通过输出设备显示、打印出来，也可以送到磁盘上储存起来。由此可见，计算机是按照人们的要求来完成程序规定的任务。二）生物信息的采集、处理过程计算机采集、处理生物信息的一般过程如图20。数据分析、处理换能器显示生物体电信号放大器A/D转换器计算机储存打印等二BL-420生物机能实验系统介绍一）BL-420生物机能实验系统功能特点1．采用12位A/D转换器，最高采样速率可达60kHz。2．四通道高增益(2～50000倍)，低噪声，程控的生物电放大器。各通道扫描速度分别可调。3．程控电刺激器，包括电压输出(0V～35V，步长最小达5mV)和电流输出(0mA～10mA，步长最小达1μA)两种模式。4．程控全导联心电选择。5．以中文win98为软件平台，全中文图形化操作界面。6．网络控制功能，可实现教师与学生在计算机上直接对话。7．以生理实验为基础，预设置了8个系统共32个实验模块。8．独特的双视显示功能，可实现实时实验生物波形与实验记录波形同时对比观察的功能。9．数据分析功能，可实时地对原始生物信号以及储存在磁盘上的反演信号进行积分、微分、频谱、频率直方等运算、分析；并同步显示该处理后的图形。10．测量功能对信号进行实时测量、光标测量、两点测量以及区间测量，可测量出多项生物指标，如：最大、最小以及平均值，信号的频率、面积、变化率以及持续时间等，且可将测量结果数据或原始数据导出到Excel或txt文件中。11．数据反演功能，在反演数据过程中，可用鼠标拖动数据查找滚动条进行快速查找；并可对反演信号进行数据、图形剪辑。12．有打印单、多通道的实验数据功能；在打印时，还可进行图形比例压缩，确定打印位置。二）使用指南1．主界面BL-NewCentury.exeBL-NewCentury.exe操作主界面主界面从上到下依次主要分为：标题条、菜单条、工具条、波形显示窗口、数据滚动条及反演按钮区、状态条等6个部分。主界面从左到右主要分为：标尺调节区、波形显示窗口和分时复用区三个部分。波形显示窗口可以通过鼠标左、右视分隔条，同时显示反演波形和实时观察的生物波形（左视显示实时记录下来的生物波形，右视显示实时的生物波形）。在标尺调节区的上方是刺激器调节区，其下方则是Mark标志区。分时复用区包括：控制参数调节区、显示参数调节区、通用信息显示区和专用信息显示区四个分区，它们分时占用屏幕右边相同的一块显示区域，可以通过分时复用区顶端的4个切换按钮在这4个不同用途的区域之间进行切换。分时复用区的下方是特殊实验标记选择区。各部分功能详见表1-1。表1-lBL-NewCentury软件主界面上各部分功能名称功能备注标题条显示BL-NewCentury软件的名称以及实验标题等信息菜单条显示所有的顶层菜单项，您可以选择其中的某一菜单项以弹出其子菜单。最底层的菜单项代表一条可执行命令菜单条中一共有8个顶层菜单项工具条一些最常用命令的图形表示集合，它们使常用命令的使用变得方便与直观，可直接点击执行共有21个工具条命令刺激器调节区调节刺激器参数及启动、停止刺激包括两个按钮左、右视分隔条用于分隔左、右视，也是调节左、右视大小的调节器左、右视面积之和相等时间显示窗口显示记录数据的时间在数据记录和反演时显示4个切换按钮用于在4个分时显示复用区中进行切换增益、标尺调节区在实验过程中调节硬件增益，在数据反演时调节软件放大倍数。选择标尺单位及调节标尺基线位置波形显示窗口显示生物信号的原始波形或数据处理后的波形，每一通道显示窗口对应一个实验采样通道显示通道之间的分隔条用于分隔不同的波形显示通道，也是调节波形显示通道高度的调节器4个显示通道的面积之和相等分时复用区包含硬件参数调节区、显示参数调节区以及通用信息区和专用信息区4个分时复用区域这些区域占据屏幕右边相同的区域Mark标志区用于存放Mark标志和选择Mark标志Mark标志在光标测量时使用状态条显示当前系统命令的执行状态或一些提示信息数据滚动条及反演按钮区用于实时实验和反演时快速数据查找和定位，同时调节4个通道的扫描速度。特殊实验标记选择区用于编辑特殊实验标记，选择特殊实验标记，然后将选择的特殊实验标记添加到波形曲线旁边包括特殊标记选择列表和打开特殊标记编辑对话框按钮2．生物信号显示窗口生物信号显示窗口如图所示，其窗口说明详见表1-2。表1-2生物信号显示窗口功能名称功能备注标尺基线生物信号的参考零点，其上为正，其下为负波形显示显示采集到的生物信号波形或处理后的结果波形背景标尺点波形幅度大小和时间长短的参考刻度线或点其类型和颜色可选生物信号显示窗口3．工具条工具条如下图所示。工具条工具条和命令菜单的含义相似，也是一些命令的集合，是我们实验中常用的一些命令。工具条上的每一个图形按钮被称为工具条按钮，每一个工具条按钮对应一条命令。三、BL-420生物机能实验系统操作步骤1．开机只有当计算机各接口连线连接完毕后，才能开机。2.打开“BL-420生物机能实验系统”外置系统3．启动软件用鼠标双击桌面上的“BL-420生物机能实验系统”快捷图标，显示器显示BL-420生物机能实验系统的主界面。4．开始实验的方法鼠标单击菜单条的“实验项目”菜单项，弹出下拉式菜单，移动鼠标，选定实验系统及内容后，用鼠标左键单击该项，系统自动进入已设置基本参数的该实验监视状态。如要以全屏方式显示某通道信号，只需用鼠标双击该通道任一部位，即完成单通道的全屏显示。同时也可以通过拖动各通道之间的分隔条任意调节各通道显示区的大小。如要恢复原通道显示大小，用鼠标双击显示区的任一部位即可。5．数据显示在实验过程中，我们要不断观察生物信号测量的数据。这时只需用鼠标单击分时显示复用区“”或“”按钮，该区即根据不同通道记录信号的类型，显示不同的测量数据。6．暂停观察如要仔细观察正在显示的某段图形，鼠标单击工具条上的“”暂停按钮，此时该段图形将被冻结在屏幕上。如需继续观察扫描图形，鼠标单击“”启动键即可。7．刺激器的使用当需要给标本刺激时，鼠标单击工具条的“”启动刺激按钮；停止刺激时，鼠标再次单击工具条的“”刺激按钮。8．实验标记在我们实验过程中对发生的事件如用药、刺激等要作标记，它是我们实验后分析数据时对该事件的标志。在该系统中标记有两种方式。一种是特殊实验标记，鼠标右键弹出。另一种是通用实验标记，在界面的工具条上。9．实验结束当实验结束时，用鼠标单击工具条的“”停止键。如果在实验中启动了“”记录存盘框，此时会弹出一个存盘对话框，提示你给刚才记录存盘的实验数据输入文件名(文件名自定义)。否则，计算机将以“Temp.dat”作为该实验数据的文件名，并覆盖前一次相同文件名的数据，存入储存器。当单击“确定”，存盘对话框消失后，即可调出本次实验图形数据进行反演。10．数据测量方法：鼠标单击工具条上的“”区间测量投钮，此时，图形暂停扫描，通道内出现一垂直线条，线条随鼠标移动而移动；单击鼠标左键以确定要测量图形的始端，同时第二条垂直线出现，相同方法确定终端。在被测量图形段内出现一条水平直线。用鼠标上下移动该直线，选定频率计数的基线，鼠标单击以示确定(水平直线也代表该区问的时程，用此测量方法同样可以测量某波形的时程)。这时所有被测量的参数自动显示在该通道信息区内，单击鼠标右键结束本次测量。注意事项1．在开机状态下，切忌插入或拔出计算机各插口连线。2．切忌液体滴人计算机及附属设备内。3．未经允许，不得随意改动计算机系统设置。4．在实验开始记录时，注意是否在记录状态下(记录按钮被显示为按下状态)，否则不进行数据存盘，反演时无图形数据。5．未经许可严禁自带软盘上机操作。第二部分哺乳动物实验实验一离体肠段平滑肌的灌流目的：了解哺乳动物离体肠段的活动及其影响因素。掌握动物实验的基本操作技术。[原理]哺乳动物肠平滑肌具有自律性活动。植物性神经系统的递质，激素和温度等都能影响其自律性活动。内容：将兔倒提，用棒猛击其后脑部致死。剖开腹腔，拉出小肠放入温台氏液中。截取3—4cm长的一段十二指肠或空肠，洗净肠内容物，于其两端各穿一线，将一端固定于实验勾上，另一端与换能器相连。将恒温平滑肌槽放入控制温度36—37。c（1）记录正常的离体小肠平滑肌的活动曲线。（2）加入0.1%肾上腺素2滴,观察其活动的变化,待作用出现后，放掉浴皿中的台式液，换液。（3）加入乙酰胆碱2滴,记录其活动曲线,换液。（4）加入阿托品2滴后,再加入乙酰胆碱2滴,记录其活动曲线,换液。（5）将温度降低至20一30。c,记录其活动曲线。（6）将温度逐渐升高至37一39。c,记录其活动曲线。实验操作要点及注意事项：1、注意控制温度。2、兔子先禁食24小时，在实验前一小时喂给食物、而后击毙则肠运动效果较好。实验二（一）呼吸运动的调节[目的]观察影响呼吸运动的一些因素,了解其作用机理。[原理]呼吸运动的深度和频率能适应机体代谢时对气体的需要,都是由于受到神经系统和体液因素调节的结果。[实验动物和用品]兔，手术台，常用手术器械，气管套管，橡胶管，保护电极，5ml和20ml注射器，3%乳酸，万用支架，双凹夹，启普发动器（碳酸盐.盐酸）,玻璃针,乌拉坦,换能器。[实验方法和步骤]1、动物手术：称重、麻醉。仰卧保定于手术台上，剖开颈部皮肤，分离出气管与两侧迷走神经穿线备用。在气管上切一“T”形小口插入气管插管，用棉线结扎固定。2．连接马利氏气鼓与换能器。打开记算机,调整进行下列实验：3．记录正常的呼吸运动曲线。4．增加吸入气中的二氧化碳：将CO2发生器同气管套管与空气相通一侧的出入口相接，使动物吸入CO2气体。记录活动曲线。5．缺氧：堵住气管套管与空气相通一侧的出入口数秒钟，使动物暂时窒息，记录活动曲线。6．增大无效腔：气管套管与空气相通一侧接一长约50cm的橡皮管，使无效腔增加，记录活动曲线。7．增加血液酸度：耳缘静脉注射2ml3%的乳酸,记录活动曲线。8．迷走神经在呼吸运动中的作用：剪断一侧迷走神经，记录活动曲线。再剪断另一侧迷走神经，记录活动曲线。电刺激一侧迷走神经的离中端，再刺激向中端，记录活动曲线。[注意事项]插气管插管前一定注意把气管内清理干净后再插。2．气体流速不易过急，以免直接影响呼吸运动，造成假象、干扰实验结果。[结果与分析]（二）胸内负压[目的]证明胸内负压的存在，了解胸内负压产生的机理及其影响因素。[原理]胸内负压是肺的弹性和肺泡表面张力而产生的回缩力造成的，并随呼吸运动而变化。胸内负压的存在是保证正常呼吸运动的必要条件。若胸壁发生穿透性损伤，引起空气大量进入胸膜腔时，则负压消失，肺组织塌陷，呼吸运动停止。[实验动物与用品]兔，手术台，常用手术器械，粗注射针头，20ml注射器，水检压计，橡皮管。[方法与步骤]将兔麻醉仰卧固定与手术台上，剪去颈部、腹部和胸部右侧4—5肋间处被毛。在颈部腹面切开皮肤，分离肌肉，找出气管。在气管上作一“T”形切口，并插入气管套管，结扎固定。切开胸部右侧4-5肋间处皮肤1—1.5cm，分离肌肉至暴露肋间肌为止（若用粗针头，可不必分离肌肉）。然后由第四肋间插入以橡皮管连接水检压计的胸套管或粗注射针头，深度以水检压计随呼吸明显搏动为止；固定胸头管或针头后，即可开始实验观察和记录。1.打开橡皮管夹后，即见水检压计与胸膜腔相通一侧的液面上升，而与大气压相通一侧的液面下降。这表明胸膜腔内的压力低于大气压。2.观察吸气和呼气时，胸内负压有何变化？为什么？3.将气管套管一侧开口连接一根长约50cm左右的橡皮管，然后堵住另一开口，使无效腔容积增大。胸内负压与第二项相比有何变化？为什么？4.穿透胸膜腔，使胸膜腔与大气相通，造成气胸。观察水检压计的液面有何变化？为什么？5.用注射器抽出进入胸膜腔内的空气，使胸膜腔内又呈现负压，观察水检压计的液面变化？为什么？[注意事项]用穿刺针时，不要插得过猛过深，以免刺破肺组织和血管，形成气胸和出血过多。[结果与分析]实验三动脉血压的直接测定及其影响因素[目的]了解动脉血压的直接测定及其影响因素对血压的影响。[原理]正常的血压经常维持在一定水平，当内外环境的某些因素改变时，可通过神经和体液的调节，使动脉血压发生相应的改变。[材料与用品]兔，手术台，手术器械，动脉套管，动脉夹，注射器，0.01%ACH,0.1%AD,0.9%NaCL,0.1%肝素，3.8%柠檬酸三钠。[方法步骤]1．手术将兔称重、麻醉后。仰卧保定于手术台上，颈部被皮、切开颈部皮肤，分离皮下组织及肌肉，分离双侧的颈动脉各穿二根棉线备用。再分离双侧的迷走神经、交感神经、减压神经，各穿二根不同颜色的棉线备用。然后分离坐骨神经穿线备用。2．在一侧颈动脉处结扎远心端，再于近心端用动脉夹夹住。用小剪刀在这段动脉上斜向近心端剪一小口，将灌有肝素生理盐水的动脉套管插入近心端，并在套管的侧管上结扎固定。小心松开动脉夹，即可见血液冲进动脉插管，打开计算机，调整进行下列实验：1).观察正常的血压。2).夹闭另一侧颈动脉，观察血压变化。3).牵拉颈动脉窦，观察血压变化。4).刺激减压神经，观察血压变化。5).剪断一侧减压神经，再剪断一另侧减压神经，观察血压变化。6).刺激减压神经离中端，再刺激减压神经向中端，观察血压变化。7).刺激迷走神经，交感神经，观察血压变化。8).剪断迷走神经，刺激迷走神经向中端，离中端，观察血压变化。9).由耳缘静脉注射0.01%ACH0.2ml,观察血压变化。10).由耳缘静脉注射0.1%AD0.2ml,观察血压变化。11).由耳缘静脉注射0.1%去甲肾上腺素0.2ml，观察血压变化。12).由耳缘静脉注射0.9%NaCL,观察血压变化。图七兔颈部气管、神经、血管位置示意图喉及气管2.颈总动脉3、3，.迷走神经4、4，.交感神经干5.减压神经6.节状神经节7.颈前神经节8.喉区神经9.主动脉弓10.迷走心神经[注意事项]进行一项实验后，须待血压恢复正常，才能开始下一项实验。动脉套管与颈动脉须保持平行，防止刺破动脉或堵塞血流。分离神经时应特别小心，不要过度牵拉，使神经受损，影响实验结果。[结果与分析]实验四影响尿生成的因素[目的]了解影响尿生成的若干因素。[原理]尿的生成过程包括肾小球的滤过,肾小管与集合管的重吸收和分泌,凡对这些过程有影响的因素都可影响尿的生成。[材料与用品]兔，手术台，常用手术器械，膀胱漏斗，注射器，缝合针，棉线，10%NaSO4,0.9%Nacl,20%G,0.1%AD,ADH。[方法步骤]1.称重，麻醉。2.保定，颈部被皮，颈部正中切开皮肤，分离一侧迷走神经在其下穿线备用。3.腹部被皮，腹部于耻骨联合上方正中做一2—3CM长的切口，暴露膀胱，先辩认清楚膀胱和输尿管的解剖部位。在膀胱腹面正中做荷包缝合，做一小切口，插入膀胱漏斗（对准输尿管），安装固定膀胱漏斗。图九兔输尿管及膀胱导尿法1．输尿管2.插膀胱导管部位3.膀胱导管4．开计算机，调整。按下列步骤进行实验：1).计数5一10分钟内尿的正常分泌滴数。2).耳缘静脉注射20%G10ml,观察尿的分泌滴数。3).耳缘静脉注射0.9%NaCL20ml,观察尿的分泌滴数。4).耳缘静脉注射0.1%AD0.1-0.2ml,观察尿的分泌滴数。5).耳缘静脉注射呋塞米（5mg·kg-1），观察尿量的变化。

6).结扎并切断右侧迷走神经，连续刺激迷走神经的外周端20～30s，使血压降至6.67kPa（50mmHg）左右，观察尿量的变化。7).耳缘静脉注射ADH0.1-0.2ml,观察尿的分泌滴数。8).耳缘静脉注射垂体后叶素1—2单位,观察尿的分泌滴数。[注意事项]待尿量恢复正常后，再进行下项实验。[结果与分析]第三部分蛙类实验实验一期前收缩与代偿间歇[目的]了解心肌在兴奋性变化中对额外刺激的收缩反应。掌握蛙心收缩的记录方法。[原理]心肌具有较长的绝对不应期，其全部收缩都处于绝对不应期中，故在此期间不能接受任何刺激而出现新的兴奋和收缩；而心肌的舒张期（不包括舒张期的早期）则处于相对不应期中，故能接受一个具有阈上强度的额外刺激，并出现一个期前收缩。期前收缩之后随之出现一个历时较长的代偿间歇。代偿间歇的出现是由于从窦房结（两栖动物为静脉窦）传来的正常节律性兴奋，落在期前收缩的绝对不应期中，故不能引起蛙心的收缩，而要等待下一个正常节律性兴奋传来时，才能再引起蛙心的收缩。这样，便在期前收缩之后，出现一个历时较长的代偿间歇。[材料与用品]蛙，蛙类手术器械，刺激电极，张力换能期，蛙心夹，滴管，任氏液。[方法步骤]1.取蛙一只，破坏脑和脊髓，将其仰卧固定与蛙板上。从剑突下将胸部皮肤向上剪开，然后剪掉胸骨，打开心包，暴露心脏。2.将与张力换能器有连线的蛙心夹在心舒张期夹住心尖。将刺激电极固定，使其两极与心室相接触。3.接通计算机，进行观察记录。（1）、描记一段正常蛙心收缩曲线。（2）、在蛙心收缩期给与中等强度的单个电刺激，观察蛙心活动有无改变？为什么？（3）、在蛙心舒张期给与中等强度的单个电刺激，观察蛙心活动有无改变？为什么？[注意事项]：经常用任氏液润湿心脏，以免其干燥。2.蛙心夹与张力换能器间的连线应有一定的紧张度。[结果与分析]实验二蛙心起博点[目的]观察蛙心脏传导系统不同部位自律性的高低及兴奋传导的走向。[原理]蛙心传导系统中各部分都具有自律性，其中以静脉窦的自律兴最高，房室交接次之，心室内的传导组织最低。故静脉窦为蛙心兴奋时搏动的起博点。静脉窦的兴奋沿心房传导至房室交界，在经房室束和浦金野氏纤维传导至心肌。若在不同部位阻断传导，则出现正常收缩节律的障碍。[实验动物与用品]蛙（或蟾蜍），蛙类手术器械，滴管，棉线，任氏液。[方法与步骤]将蛙的脑和脊髓破坏，使之仰卧固定在蛙板上，剪除胸部皮肤、肌肉和胸骨，完全暴露心脏。剪开包心膜。进行下列实验项目：1.将蛙心翻向头端或提起心尖，观察蛙心各部收缩的顺序，并计算其收缩的频率（次/分）。2.先用棉线在静脉窦和心房之间结扎，该结扎称为斯氏第一结。此时静脉窦依然波动，但是心房与心室均停止与舒张状态。待心房和心室恢复搏动后，计数其各处的波动频率是否一致？为什么？3．再用棉线在心房和心室之间结扎。此结扎称为斯氏第二结。此时心房仍有搏动，但心室搏动停止。以后，如心室出现搏动，其频率如何？为什么？[注意事项]1.结扎前要人真识别心脏各部分的界限。2.结扎的部位要准确的落在相邻部位的交界处，结扎时用力逐渐增加，直至心房、心室搏动停止。[结果与分析]实验三蛙心灌流[目的]用离体蛙心灌流的方法，观察各种理化因素对心脏活动的影响。[原理]维持心脏正常的收缩节律和强度，需要有一个适当的理化环境（离子的浓度比例，PH，环境温度等），这种环境条件稍有改变，便可影响心脏的正常活动。心脏受植物神经支配，神经兴奋时，其末梢释放递质，作用于心肌细胞上的受体，从而调节心脏的活动，交感神经或儿茶酚胺的强心作用主要是通过激活心肌细胞膜上的—肾上腺素能受体，使心肌收缩力增强。迷走神经或乙酰胆碱是通过胆碱能M受体的作用，对心肌细胞起抑制作用，使心肌的自律性降低，阻断受体将使相应的递质不能发挥作用。[材料与用品]蛙（蟾蜍），万能支架，双凹夹，木夹，蛙板，蛙手术器械，蛙心插管，蛙心夹，棉线，玻璃针，2%NaCL，2%CaCL2,1%KCL,0.1%ad,0.01%Ach。[方法步骤]1.取一只蛙，破坏脑和脊髓后，使其仰卧固定于蛙板上，从剑突下将胸部皮肤向上剪开一个倒三角形口，然后剪掉胸骨，打开心包，暴露心脏。2.在主动脉干下方穿2根线，一条在左主动脉上端结扎作插管时牵引用，另一根则在动脉圆锥上方，用于结扎固定蛙心套管。在左侧支主动脉弓处剪一小口，插入装满任氏液的蛙心套管，固定于蛙心套管的侧钩上，以免心脏滑脱。3.离体轻轻提起蛙心插管以抬高心脏，用一棉线在静脉窦与腔静脉交界处作一结扎，在结扎线外侧剪断与心脏连接动、静脉及组织，将蛙心游离出来，注意保护静脉窦。4.冲洗心腔用新鲜任氏液反复换洗蛙心套管内含血的任氏液，直至蛙心套管内无血液残留为止。5.固定于万能支架，用蛙心夹在心脏舒张期夹住心尖，并将蛙心夹的线头连至张力换能器上。6.打开计算机，联机，调整。进行下列实验1).描记正常心博曲线。2).改用0.65%NaCL灌流，观察心脏活动有何变化？待心脏发生明显变化时，应迅速吸出套管内的液体，并添加新鲜的任氏液进行换洗，反复数次，待心脏恢复活动正常。3).加2滴2%CaCL，观察心脏活动有何变化？换液。4).加2滴1%KCL，观察心脏活动有何变化？换液。5).加2滴0.1%Ad，观察心脏活动有何变化？换液。6).加2滴0.01%ACH，观察心脏活动有何变化？换液。7).加冷任氏液（4。C），观察心脏活动有何变化？换液。8)．加热任氏液（40。C），观察心脏活动有何变化？[注意事项]1.对离体蛙心表面常用任氏液冲洗。2.插蛙心套管进入心室的标准：(1)心尖可触摸到套管尖口，但不能插的太深以免插破心尖。(2)套管中可见到蘑菇云状喷血。(3)管中任氏液面上下波动。3.每次滴加试剂均待恢复正常后再滴加。4.注意保护静脉窦。5．实验中套管内的任氏液的液面应始终保持同一高度。[结果与分析]实验四（一）蛙坐股神经腓肠肌标本的制备[目的]掌握蛙坐股神经腓肠肌标本的制备方法。[原理]蛙类的一些基本生命活动和生理功能与温血动物相类似，而其组织在离体状态下，易于控制和掌握，所以蛙类的神经肌肉标本常用以研究兴奋性，兴奋过程，刺激的一些规律和特性。[材料及用具]蛙（蟾蜍），解剖器械，锌铜弓，培养皿，任氏液，棉线。[方法和步骤]1．破坏蛙的脑脊髓：取蛙或蟾蜍一只，用蛙针从枕骨大孔垂直插入，向前伸入颅腔，捣毁脑髓；向后插入椎管，捣毁脊髓。如果蛙处于瘫痪状态，表示脑和脊髓完全破坏。然后沿两侧腋部将蛙横为上下两半。并将前半段弃去，保留后半段备用。2．剥离皮肤：避开神经，用左手持圆头镊子夹住脊柱，右手捏住皮肤边缘，逐步向下牵拉剥离皮肤。拉至大腿时，如阻力较大，可先剥下一侧，再剥另一侧。将全部皮肤剥除后，将标本置于盛有任氏液的培养皿中。将手及使用过的解剖器械洗净。3．分离标本为两部分：沿脊柱正中线将标本匀称的剪成左右两半，一半浸入盛有任氏液的烧杯中备用，另一半作进一步剥制。4．分离坐股神经：在大腿背侧的半膜肌与股二头肌之间用玻璃针分离坐骨神经。注意分离时要仔细用剪刀剪断坐骨神经的分支，向上分离至基部，向下分离到腘窝。保留与坐骨神经相连的一小块脊柱，将分离出来的坐骨神经搭于腓肠肌上；去除膝关节周围以上的全部大腿肌肉，刮净股骨上附着的肌肉，保留的部分就是坐骨神经及股骨。5．分离腓肠肌：在跟腱上扎一线，提起结线，剪断结线后的跟腱，腓肠肌即可分离出来。此时在膝关节下方将其他所有组织全部剪去，到此为止，带有股骨的坐骨神经腓肠肌标本制备完成。6．标本的检验：将坐骨神经腓肠肌标本放置在蛙玻璃板上，用锌铜弓刺激坐骨神经，若腓肠肌迅速发生收缩反应，说明标本机能良好，制备成功。应及时移放入盛有任氏液的培养皿中，供实验之用。[注意事项]1．剥离标本时，切记用金属器械牵拉或触碰神经干。2．分离肌肉时应按层次剪切。分离神经时，必须将周围的结缔组织剥离干净。3．制备标本过程中，应随时用任氏液浸湿神经和肌肉，防止干燥。4．切勿让蟾蜍的皮肤分泌物和血液等沾污神经和肌肉，也不能用水冲洗，否则会影响神经肌肉的机能。甲乙丙丁图四蟾蜍坐骨神经腓肠肌标本制备甲、后肢肌肉背面观乙、坐骨神经分离暴露后的位置丙、丁、坐骨神经腓肠肌标本（实践部分）1、股三头肌2、股二头肌3、半膜肌4、股骨[结果与分析]（二）不同刺激强度刺激神经对肌肉收缩的影响[目的]应用电刺激方法，测出肌肉阈刺激、阈上刺激与最大刺激的强度值，以了解刺激与肌肉收缩的关系。[原理]肌肉和其他任何活组织一样，都具有兴奋性。当受刺激而发生兴奋时，便表现出收缩活动的反应。但并非任何强度的刺激都能引起肌肉收缩反应，而必须达到强度阈值。测定能引起肌肉收缩反应的刺激强度，电刺激方法较为理想。用单个感应电震，由弱到强依次进行刺激，从阈刺激起始，随着刺激强度的增加，肌肉收缩也相应的增大。当刺激强度增加到一定限度时，肌肉收缩也达到最大限度，如再增大刺激强度，肌肉收缩就不再增大。[材料与用品]蛙坐骨神经腓肠肌标本，万能支架、双凹夹、任氏液、张力换能器。[方法和步骤]1．制备腓肠肌标本：可按照坐骨神经腓肠肌标本制备方法，将制备好的标本浸泡在任氏液中备用。2．连接刺激和记录装置：（1）、将张力换能器固定在铁支架上，腓肠肌跟腱的结扎线固定在换能器弹簧片上，此连线不宜太紧或太松，并应与桌面垂直。（2）、把穿好线的坐骨神经轻轻提起，放在刺激电极上，应保证神经与刺激电极接触良好。（3）、换能器的输出端与记算计相连。3．观察项目：（1）、将刺激方式调为“单”，强度调至最低档次，然后将强度逐渐调大，记录出刚能引起肌肉出现微小收缩的强度（阈强度）。（2）、将刺激强逐步增大，观察肌肉反应是否也相应增大。（3）、增加刺激强度，直至肌肉收缩曲线不再继续伸高为止，读出最大刺激强度。[注意事项]1．每次刺激之后必须让肌肉有一定的休息时间（0.5—1min）2．用任氏液湿润标本