荧光定量PCR实验指南

1、荧光定量PCR实验指南（一）一、基本步骤：1、目的基因（DNA和mRNA ）的查找和比对；2、引物、探针的设计；3、引物探针的合成；4、反应体系的配制；5、反应条件的设定；6反应体系和条件的优化；7、荧光曲线和数据分析；8、标准品的制备；二、技术关键：1、目的基因（DNA和mRNA ）的查找和比对；从http:/www. ncbi. nl m. /网点的gen ba nk中下载所需要的序列。下载的方式有两种： 一为打开某个序列后，直接点击“save,”保存格式为“.txt文件。保存的名称中要包括序列的物种、序列的亚型、序列的注册号。然后，再打开DNAstar软件中的Editseq

2、软件，点击“file菜单中的“import，打开后点击 “save,保存为“.sec文件。另一种直接用 DNAstar软件中的 Editseq软件，点击“ file菜单中的“ open entrez sequenee,导入后保存为 “ .sec文件，保存的 名称中要包括序列的物种、序列的亚型、序列的注册号。然后要对所有的序列进行排序。用DNAstar软件中的Seqman软件，点击 “ sequenee菜单中的“ add,选择要比较的 “ .sec的所有 文件，点击“add”或“add all，然后点击“ Don6导入要比较的序列，再点击“assemble进行比 较。横线的上列为一致性序列，所有

3、红色的碱基是不同的序列，一致的序列用黑色碱基表示。有时要设定比较序列的开始与结尾。有时因为参数设置的原因，可能分为几组（contig），若想全部放在一组中进行比较，就调整“ project菜单下的 “ parameter,在“ assembling内的minimum math percentage默认设置为80,可调低即可。再选择几个组，点击“contig菜单下的reassemble con tig即可。选择高低的原则是在保证所分析的序列在一个“ contig内的前提下，尽量提高“minimum math percentage的值。有时因此个别序列原因，会出现重复序列，碱基的缺失或插入，要对“

4、 con tig的序列的排列进行修改，确保排列是每个序列的真实且排列同源性最好的排列。然后，点击“ save保存即可。分析时，主要是观察是否全部为一致性的黑色或红色，对于弥散性的红色是不可用的。2、引物和探针设计2.1引物设计细心地进行引物设计是PCR中最重要的一步。理想的引物对只同目的序列两侧的单一序列而非其他序列退火。设计糟糕的引物可能会同扩增其他的非目的序列。下面的指导描述了一个可以增加特异性的引物所具有的令人满意的特点：序列选取应在基因的保守区段；扩增片段长度根据技术的不同有所分别：sybr green I技术对片段长度没有特殊要求；Taqman探针技术要求片段长度在50bp 150b

5、p;避免引物自身或与引物之间形成4个或4个以上连续配对；避免引物自身形成环状发卡结构；典型的引物18到24个核苷长。引物需要足够长，保证序列独特性，并降低 序列存在于非目的序列位点的可能性。但是长度大于24核苷的引物并不意味着更高的特异性。较长的序列可能会与错误配对序列杂交，降低了特异性，而且比短序列杂交慢，从而降低了产量。Tm值在55 65 C, GC含量在40% 60% ；引物之间的TM相差避免超过2C；引物的3 端避免使用碱基 A ；引物的3端避免出现3个或3个以上连续相同的碱基。为避免基因组的扩增，引物设计最好能跨两个外显子。2.2 Taqman探针设计一般设计原则：探针位置尽可能地靠

6、近上游引物；探针长度通常在 25 35bp , Tm值在65 70 C,通常比引物TM高5 10C, GC 含量在 40% 70%。探针的5 端应避免使用碱基 G。整条探针中，碱基 C的含量要明显高于 G的含量。为确保引物探针的特异性， 最好将设计好的序列在 blast 中核实一次， 如果发 现有非特异性互补区， 建议重新设计引物探针。 （/BLAST）2.3 Taqman MGB 探针设计介绍MGB 探针的优点：MGB 探针较短 （14-20bp） ，更容易找到所有排序序列的较短片段的保守区。短片段探针（14-20bp）加上MGB后，Tm值将提高10C

7、，更容易达到荧光探 针 Tm 值的要求。MGB 探针的设计原则探针的5端避免出现G,即使探针水解为单个碱基，与报告基团相相连的 G 碱基仍可淬灭基团的荧光信号。用primerexpress软件评价Tm值，Tm值应为65-67 C。尽量缩短 Taqman MGB 探针，但探针长度不少于 13bp。尽量避免出现重复的碱基，尤其是G碱基，应避免出现 4个或4个以上的G重复出现。原则上 MGB 探针只要有一个碱基突变， MGB 探针就会检测到 （MGB 探针将 不会与目的片段杂交，不产生荧光信号 ）。因此，在进行 SNP 检测时，为了检 测到突变子，即 Taqman MGB 不与目的片段杂交，不产生荧

8、光信号，探针目 的片段产生荧光信号检测将探针的突变位点尽量放在中间1/3 的地方。注意：为了满足上述要求的 4 个条件，探针的突变位点可向3端移动，但突变位点至少在离 3端 2 个碱基的前方 （即必须确保探针的后两个碱基是绝对的保守），以进行 SNP 检测。反过来，若要进行同类检测，找的是保守片段区，探针中 不应有突变位点。若探针即便是只有13个bp,探针仍不完全保守。有几个突变， 突变位点也应靠近探针的 5端，这样，即便是突变，探针也可与目的片段杂 交，产生荧光信号。另一种方法是设计简并探针，也可达到即使是突变，仍可 检测到突变。2.4 实时多重 PCR 探针的选择：多重实时 PCR 的多种

9、含意有两种：一为选择保守的探针和引物，利用不同的染料 标记探针，在检测时可根据荧光的颜色来判定不同的产物。另一种为选择保守的引物， 扩增不同长度的目的片段，反应中加入 SYBRN 染料，最后根据不同目的片段的 Tm 值 来判定不同的物品。多重实时 PCR 的荧光探针应为同一类型：如同时为 Taqman 探针、或同时为 MG B 探针、或同时为 Beacon 探针。在多重 PCR 中，多重 PCR 的各个引物之间相互干扰和各个探针之间相互干扰分析:设计好各对引物和探针后， 重新在用 DNAstar 软件中的 Primerselect 软件， 打开保 守在同一文件中的多重 PCR 的引物文件，然后

10、两两分别选中所设计的多重引物或两两分别选中所设计的多重探针后，在“report” 菜单下“ primer pair dimers ” ,分析上下游引物的dimers。弹出的窗口中就告诉此对引物有多少个dimer，并对此对引物用 dG值进行评价 （通常给出最差的 dG 值，理论上是 dG 值越大越好 ）。3、影响 PCR 及荧光 PCR 的其他因素引物的设计和选择符合荧光 PCR的探针并进行设计对于实时荧光 PCR尤其重要。可 以说，不合理的设计意味着绝对的失败。但是，好的设计并不等于好的实验结果，影响PCR 和荧光 PCR 的因素非常多，下面择其重要进行介绍。3.1 引物退火温度引物的一个重要

11、参数是熔解温度（Tm ）。这是当50 %的引物和互补序列表现为双链DNA分子时的温度。Tm对于设定PCR退火温度是必需的。在理想状态下，退火温度足够 低，以保证引物同目的序列有效退火，同时还要足够高，以减少非特异性结合。合理的退火 温度从55C至U 70C。退火温度一般设定比引物的Tm低5C。设定 Tm 有几种公式。确定引物 Tm 最可信的方法是近邻分析法。大部分计算机程序 使用近邻分析法从序列一级结构和相邻碱基的特性预测引物的杂交稳定性。所有oligo软件会自动计算引物的 Tm值。在设置退火温度时可以如下进行：以低于估算的Tm5 C作为起始的退火温度，以 2C为增量，逐步提高退火温度。较高的

12、退火温度会减少引物二聚体和 非特异性产物的形成。为获得最佳结果，两个引物应具有近似的Tm 值。引物对的 Tm 差异如果超过5C,就会由于在循环中使用较低的退火温度而表现出明显的错误起始。如果两个 引物Tm不同，将退火温度设定为比最低的Tm低5C。或者为了提高特异性，可以在根据较高 Tm 设计的退火温度先进行 5个循环，然后再根据较低 Tm 设计的退火温度进行剩余的 循环。这使得在较为严谨的条件下可以获得目的模板的部分拷贝。3.2 引物浓度引物的浓度会影响特异性。最佳的引物浓度一般在0.1到0.5凶。较高的引物浓度会导致非特异性产物扩增。为了确定引物浓度，可以在260nm （OD260）测量光密

13、度值。然后使用光吸收值和微摩消光系数的倒数（nmol/OD ）,通过Beers法则（公式1 ）计算引物浓度。微摩消光系数可以使用公式 2 计算。与大分子双链 DNA 可以使用平均消光系数不同，确定 引物的精确浓度必须使用计算的消光系数。 这是因为引物较短，碱基组成差异很大。在 oligo 软件上可以计算出引物的的消光系数（OD/ pmol）和消光系数的倒数（ gol/OD ）。一般商业合成的引物以O.D.值表示量的多少，在一般情况下，20个碱基长的引物，1个O.D.加100ul水后引物浓度为 50pmol/ul （50凶）。也可以用OLIGO软件，根据引物的的 消光系数（OD/呵01）,计算出

14、一定的工作浓度下，弓I物的加水量。浓度（凶）=A260 （OD/ml ）稀释系数X消光系数的倒数（nmol/OD ）举例：计算某寡核苷酸（溶于1ml水中），取其中的10/稀释100倍（加入990M ）水中。在A260处测吸光度为0.2。计算消光系数的倒数为 4.8 nmol/OD，代入得：浓度=0.2 ( OD/ml)x 100 x 4.8 ( nmol/OD )= 96nmol/ml = 96 凶3.3 引物、探针的纯度和稳定性定制引物的标准纯度对于大多数 PCR 应用是足够的。部分应用需要纯化，以除去在合 成过程中的任何非全长序列。 这些截断序列的产生是因为 DNA 合成化学的效率不是 1

15、00。 这是个循环过程，在每个碱基加入时使用重复化学反应，使 DNA 从 3到 5合成。在任何一 个循环都可能失败。较长的引物，尤其是大于 50 个碱基，截断序列的比例很大，可能需要 纯化。引物产量受合成化学的效率及纯化方法的影响。定制引物以干粉形式运输。最好在 TE 重溶引物，使其最终浓度为 100凶。也可以用双蒸水溶解。引物的稳定性依赖于储存条件。应将干粉和溶解的引物储存在-20C。以大于10凶 浓度溶于TE的引物在-20 C可以稳定保存 6个月，但在室温（15C到30C）仅能保存不到 1 周。干粉引物可以在-20C保存至少1年，在室温（15C至U 30C）最多可以保存 2个月。探针即寡核

16、苷酸进行荧光基团的标记， 标记本身有效率的区别。 探针标记以后一般应该 纯化，纯度高、标记效率高的探针不仅荧光值高，且保存时间可以高达一年以上。不同的生 物技术公司探针标记效率和纯度有很大的区别。由于反复冻融易导致探针降解， 在确认探针质量好的情况下， 最好稀释成 2uM（10x）， 作为工作浓度分装多支，避光保存。3.4 热启动热启动 PCR 是除了好的引物设计之外，提高 PCR 特异性最重要的方法之一。尽管 Taq DNA聚合酶的最佳延伸温度在 72C，聚合酶在室温仍然有活性。因此，在进行PCR反应配制过程中，以及在热循环刚开始， 保温温度低于退火温度时会产生非特异性的产物。 这些 非特异

17、性产物一旦形成， 就会被有效扩增。在用于引物设计的位点因为遗传元件的定位而受 限时，如定点突变、表达克隆或用于 DNA 工程的遗传元件的构建和操作，热启动 PCR 尤 为有效。限制 Taq DNA 聚合酶活性的常用方法是在冰上配制 PCR 反应液，并将其置于预热的PCR 仪。这种方法简单便宜，但并不能完全抑制酶的活性，因此并不能完全消除非特异性 产物的扩增。热启动通过抑制一种基本成分延迟 DNA 合成，直到 PCR 仪达到变性温度。包括延缓 加入 Taq DNA 聚合酶在内的大部分手工热启动方法十分烦琐，尤其是对高通量应用。其他 的热启动方法使用蜡防护层将一种基本成分，如镁离子或酶，包裹起来，

18、或者将反应成分， 如模板和缓冲液，物理地隔离开。在热循环时，因蜡熔化而把各种成分释放出来并混合在一 起。象手动热启动方法一样，蜡防护层法比较烦琐，易于污染，不适用于于高通量应用。Transitor? Hot Start Taq 酶对于自动热启动 PCR 来说高效可靠。Transitor? Hot Start Taq 是在常规Taq酶的基础上进行了化学修饰，使得该酶在低温或常温下没有酶活，因此在加样至PCR扩增前，不会产生由于引物随机粘连而形成的非特异性扩增。高温条件下，化学修 饰集团会被剪切，从而释放酶活。此外，随着PCR扩增的进行，酶活会被逐步释放，有效提高扩增效率及产物量。Tran sit

19、or? Hot Start Taq DNA 聚合酶在变性步骤的 95C保温过程中 要持续20分钟才会被释放到反应中，从而完全恢复聚合酶活性。3.5镁离子浓度镁离子影响PCR的多个方面，如 DNA聚合酶的活性，这会影响产量；再如引物退火， 这会影响特异性。dNTP和模板同镁离子结合，降低了酶活性所需要的游离镁离子的量。最 佳的镁离子浓度对于不同的引物对和模板都不同，但是包含200卩M dNTP的实时定量PCR,使用3到5mM带有荧光探针的镁离子溶液（普通 PCR是1.5mM ）。较高的游离镁离子浓度 可以增加产量，但也会增加非特异性扩增，降低忠实性。为了确定最佳浓度，普通PCR从1mM到3mM

20、,以0.5mM递增，进行镁离子滴定。为减少对镁离子优化的依赖，可以使用Transitor? Hot Start Taq 酶。Transitor? Hot Start Taq DNA 聚合酶能够在比一般的Taq DNA聚合酶更广的镁离子浓度范围内保持功能，因此仅需较少的优化。3.6模板质量模板的质量会影响产量。DNA样品中发现有多种污染物会抑制PCR。一些在标准基因组DNA制备中使用的试剂，女口 SDS,在浓度低至0.01 %时就会抑制扩增反应。分离基因组 DNA较新的方法包括了 DNAZol，一种胍去垢剂裂解液，以及FTA Gene Guard System，其可以同基质结合，在血液及其他生物

21、样品中纯化贮存DNA。应注意进行 PCR反应的模板质量，以增加PCR反应的成功率。3.7模板浓度起始模板的量对于获得高产量很重要。对大多数PCR扩增和荧光PCR扩增，104到106个起始目的分子就足以观测到好的荧光曲线（或在溴化乙锭染色胶上观察到）。所需的最佳模板量取决于基因组的大小（下表）。举例说，100ng到1卩g的人类基因组DNA，相当于3 X104到3X 105个分子，足以检测到单拷贝基因的 PCR产物。质粒DNA比较小，因此加入到PCR 中的DNA的量是pg级的。对于一般的检测样品，10- 100ng的量就足够检测了。当然对模板做一个梯度稀释，对于定量 PCR而言是非常容易，且能分析

22、扩增效率。表1.基因组大小和分子数目的比例基因组DNASize(bp)*Target Molecules/卩 gGenomic DNAcAmount of DNA(卩 g) for-10A5 MoleculesE. coli4.7 X 10A61.8X 10A80.001Saccharomyces cerevisiae2.0 X 10A74.5X 10A70.01Arabidopsis thaliana7.0 x 10A71.3x 10A70.01Drosophila melanogaster1.6 x 10A86.6 x 10A50.5Homo sapiens2.8 x 10A93.2x 1

23、0A51.0Xenopus laevis2.9 x 10A93.1 x 10A51.01.0Mus musculus3.3 x 10A92.7 x 10A51.0Zea mays1.5X 10X06.0x 10A42.0pUC 18 plasmid DNA2.69 x 10A33.4 x 10A111x 10A(-6)3.8防止残余（Carry-over ）污染PCR易受污染的影响，因为它是一种敏感的扩增技术。小量的外源DNA污染可以与目的模板一块被扩增。当前一次扩增产物用来进行新的扩增反应时，会发生共同来 源的污染。这称之为残余污染。 从其他样品中纯化的 DNA或克隆的DNA也会是污染源 （

24、非残余污染）。可以在PCR过程中使用良好的实验步骤减少残余污染。使用带滤芯的移液管可以 阻止气雾剂进入 eppendof管内。为PCR样品配制和扩增后分析设计隔离的区域，在准 备新反应前更换手套。总是使用不含有模板的阴性对照检测污染。使用预先混合的反应成分，而不是每个反应的每个试剂单独加入。一种防止残余污染的方法是使用尿嘧啶DNA糖基化酶（UDG ）。这种酶（也称为尿嘧啶-N-糖基化酶或 UNG ）移除DNA中的尿嘧啶。在扩增过程中将脱氧尿嘧啶替换 为胸腺嘧啶使得可以把前面的扩增产物同模板DNA区分开来。因为前面的扩增产物对UDG敏感，所有可以在 PCR前对新配制的反应用 UDG处理以破坏残余

25、产物荧光定量PCR实验指南（二）1、高产量，特异和灵活的定量PCR试剂体系影响PCR勺因素如此之多，您有时很难区分是什么导致您的实验结果不 佳。降低实验的不稳定因素是使用优质可靠的产品。使用优质、性能可靠的热启动酶、优质的 dNTP Mg离子、UNG/dUTF防 污染系统预混成的定量PCR式剂体系，最大程度的降低了反应变量，提高了 实验的可重复性和可靠性。您还需要进行以下步骤的准备：设计引物和探针、 合成引物和探针、正确储藏、得到高质量的模板，随后，您仅需要进行退火 温度的优化，就能得到好的实验结果。FQ PCR MASTER Mix-UDGhot start )同竞争对手的定量PCR体 系相

26、比提供了更优异的结果。使用这种产品，您可以在您的PCR中得到更好特异性和更高的灵敏度，同时可以灵活地选择您所喜欢的扩增条件，检测方法 和设备。实时定量PCF是快速增长的PCF方法，它可以精确、可重复地定量起始 物质。FQ PCR MASTEMix-UDG(hot start )是一种方便使用的反应混合液， 为定量分析进行了优化。它包含了荧光PCR所必须的成分(如缓冲液，dNTP 聚合酶)。只需加入您的模板，扩增引物和荧光标记探针。您就可以得到实 时qPCR所需的特异性和灵活性。您可以利用成套的 hot start Taq 酶 kit(A2010A0106) ，来配制不含有 UNG/dUT防污染

27、系统的热启动荧光PCR体系。您也可以选择hot start Taq酶，UNG酶和dNTPS来配制含有 UNG/dUTP 防污染系统的热启动荧光PCR体系。您可以从实验角度得到多种选择，得到高产量、特异和灵活的定量 PCR 试剂体系！高产量和特异性的扩增FQPCR MASTEMix-UDG(hot start )提供了强大的 PCF扩增, 可以使用多个模板组。所使用的 Taq DNA聚合酶具有热启动特性。 这极大地降低和消除了错误配对和非特异性扩增，使您得到较高产 量，并增加特异性。整合的UD(尿苷酸DNA糖基化酶)防止残余污 染的能力防止了非模板DNA勺扩增，从而降低了假阳性，使结果更 可靠。

28、在产量和灵敏度方面， Quantitative PCR MASTERMix-UD(G hot start )的灵敏度极高(阈循环)。您可以更精确地定量低拷贝的基 因，并在较宽的目的浓度范围内检测线性剂量反应。高度灵活性除了灵敏度和特异性外，Universal PCR Master Mix Kit在分析设置，检测方法和设备上给您提供了较高的自由度。使用Universal PCR Master Mix Kit ，您可以：对扩增的不同模板优化镁离子浓度，由于提供了附加的氯化镁， 所以您可以方便地配置 Mix体系。可以更灵活的进行普通PCR和荧光PCR可以在多种设备上使用，如 ABI Prism? 7

29、700, ABI GeneAmp? 5700和 Bio-Rad 的 I-Cycler 。可以利用多种检测方法的优点，包括TaqMan探针和Molecular Beacor,您不必局限于特定的试剂盒。您还可以灵活的选择进行自配荧光PCF体系，不论是含UNG/dUT防污染系统还是不含该系统的。2、反应体系配制：?A2010A0101试剂盒：（探针体系）FQ-PCR MasterMix-UNG 混合物（2X） 25ul （终浓度为 1 X）;上游引物（终浓度为50900nM ）（可先设 200 nM ），下游引物（终浓度为50900nM ）（可先设200 nM ）;探针（终浓度为 200nM ）;待

30、检样品 5ul （终 浓度为 10100ng）;无菌去离子水补足，使总体积达到 50ul 。您可以选择荧光染料SYBGRE体系，具体请参照说明书您可灵活使用20-50ul间其他体积，注意保证终浓度相同。?A2010A0106 试剂盒：反应体系终浓度（自配热启动荧光系统）:1-2U 的 hot start Taq 酶、3-5.5mM 的 Mg2+、0.2mM 的 dNTPs、1 X PCR buffer （A2010A0106 ） ; 50- 900nM 的上游引物（可先设 200 nM ）、50- 900nM 的下游引物（可先设 200 nM ）、200nM的探针、通常取 2-5ul的模板，无

31、菌去离子 水 补足，反应总体积通常为 20 - 50ul?自配热启动荧光一UNG 体系：1-2U 的 Taq酶、1 X PCR buffer 2.5-4.0mM 的 Mg2+ （A2010A0105 ） ; 0.2-1U 的 UNG 酶（A2010A0107）（可先设为 0.5U）、0.2mM 的 d（A,C,G）TPs、0.2-0.4mMdUTP （要 调整）（A2010A0108）: 50- 900nM 的上游引物（可先设 200 nM ）、50- 900nM 的下游引物（可先设 200 nM ）、200nM的探针、通常取 2-5ul的模板、反应总体积通常为20 - 50ul3、反应体系和

32、条件的优化使用高产量，特异和灵活的定量 PCR试剂体系 FQ PCR MASTER Mix-UDG ( hot start),优化参数最少。您只需要优化退火温度，就可以得到更灵敏、更可靠的定量 结果。对于特殊结构的荧光 PCR，您可以优化引物浓度，来得到更特异或更灵敏的结 果。使用通用PCR Master Mix 试剂盒进行反应体系的配制，可以适合更多的反应体 系，如mRNA的普通RT-PCR检测，适用于合成质粒的 PCR，同时也适用于荧光 PCR， 范围更宽。采用成套的hot start Taq酶kit(A2010A0106)，该试剂盒中含有进行热启动荧光核 心试剂盒的所有成分，也降低了选择

33、纯度不够或不合适产品的风险。您需要根据以下 原则进行优化：1、您需要对酶量和镁离子浓度进行优化。酶的推荐反应浓度为1.25 1.5 U(50ul)，必要时可在 1-2U之间探讨酶的最佳条件； Mg离子推荐浓度普通PCR终浓度为1 3 mM,荧光PCR终浓度为3 5.5 mM，请在该范围内探讨 最佳条件。2、试剂盒中提供的dNTP已经预混，能够充分保证产品质量和PCR的忠实性。dNTP选择经典的0.2mM的浓度即可。3、另外，上游引物和下游引物浓度可先设为200 nM。当结果不理想时，可以在50nM 900nM之间进行探讨。4、如选用Taqman探针，探针浓度可设为 200 nM ,不须探讨。选择其他种类的 探针需根据要求设置探针浓度。5、可以先用推荐的反应条件，如果结果不佳，可根据引物、探针设计的具体情 况适合的退火温度，退火时间和循环数。6、DNA模板的添加量通常在 100 ng以下，因不同种类的DNA模板中含有的靶基因的拷贝数不同，必要时可进行梯度稀释，确定最佳的DNA模板添加量。如果欲进行2 Step RT-PCR反应的第二步PCR扩增反应