海藻糖和透明质酸对冻干双歧杆菌细胞的保护作用

1、2010, Vol. 31, No. 07食品科学 生物工程236海藻糖和透明质酸对冻干双歧杆菌细胞的保护作用张玉华 1, 2,孟 一 2,凌沛学 3,籍保平 4(1.国家农产品现代物流工程技术研究中心,山东 济南 250103; 2. 山东商业职业技术学院,山东 济南 250103;3. 山东省药学科学院,山东 济南 250108; 4. 中国农业大学食品科学与营养工程学院,北京 100083摘要:为探讨冷冻干燥对长双歧杆菌细胞的损伤及海藻糖和透明质酸 (HA的保护作用机制,考察冻干长双歧杆 菌再水化后,蛋白质与核酸泄漏情况、 -D -半乳糖苷酶和 ATP 酶 (ATPase活性变化、菌体形

2、态特征、膜脂和菌 体蛋白结构变化。结果表明:冻干损伤微生物细胞膜和敏感蛋白质,海藻糖分别与细胞膜磷脂和菌体蛋白质极性 基团形成氢键相互作用,代替极性基团周围失去的氢键结合水,从而维持磷脂“水化”状态和蛋白质二级结构稳 定。由于 HA 为高分子化合物,海藻糖与其复配后混合物的玻璃化温度 (T g 较高,两者复配作用互补,即海藻糖 的“水替代”作用与 H A 的“玻璃态”作用有机结合,使保护效果更佳。 关键词:海藻糖;透明质酸;冻干;保护作用机制Protective Mechanisms of Trehalose and Hyaluronic Acid on Lyophilized Bifidob

3、acterium longumZHANG Yu-hua1,2, MENG Yi2, LING Pei-xue3, JI Bao-ping4(1. National Engineering Research Center for Agricultural Products Logistics, Jinan 250103, China; 2. Shandong Institute ofCommerce and Technology, Jinan 250103, China; 3. Shandong Academy of Pharmaceutical Science, Jinan 250108, C

4、hina;4. College of Food Science and Nutritional Engineering, China Agricultural University, Beijing 100083, ChinaAbstract :In order to explore the cellular damage caused by lyophilization and protective mechanisms of trehalose andhyaluronica acid (HA to cellular damage, leakage of proteins and nucle

5、ic acids, change of ATPase activity, cell morphology,structural change of membrane lipids and proteins in lyophilized Bifitdobacterium longum were investigated after rehydration.Lyophilization resulted in the damage of membrane and sensitive proteins in cells. The formation of hydrogen bond betweent

6、rehalose and polar groups in membrane lipids and proteins replaced water loss around polar groups and maintained thehydration status of membrane lipids and the stability of secondary structure of proteins. In addition, due to higher glasstemperature (T g resulting from the combination of trehalose a

7、nd HA, combined use of trehalose and HA provided a complementaryproperty. Therefore, the combination of water replacement from trehalose and glassy state from HA resulted in an optimalprotective effect.Key words:trehalose ; HA ; lyophilization ; protective mechanism中图分类号:Q93.336 文献标识码:A 文章编号:1002-66

8、30(201007-0236-06收稿日期:2009-06-22作者简介:张玉华 (1973 ,女,副教授,博士,研究方向为食品物流安全。 E-mail :zllfLeslie 等 1研究发现,冻干对微生物细胞的影响主 要是对细胞膜和敏感蛋白质的损伤。冻干导致细胞膜脂 的性质、结构和功能的变化,使膜的流动性或完整性 改变,导致其功能丧失,影响微生物的生命活动。冻 干使细胞内某些重要蛋白质变性失活,尤其是具有生物 活性的酶蛋白或抑制因子。酶或抑制因子的失活,使 微生物细胞正常生理代谢失调,而代谢紊乱是微生物致死的重要原因。资料表明 2-3,冻干前在细胞悬液中加入保护剂 (如 海藻糖 能降低冻干损

9、伤,提高菌体活力。笔者 4在前 期 的 研 究 中 发 现 , 海 藻 糖 、 乳 糖 、 蔗 糖 、 透 明 质 酸 (HA以及海藻糖和 HA 复配体系均提高了冻干菌体的存 活率,其中海藻糖和 HA 复配组作用最显著。对保护剂 的作用机制,前人 5多以蛋白质和脂质体为模型进行探, , , ,237生物工程 食品科学 2010, Vol. 31, No. 07讨,而以微生物细胞为模型的研究较少。本研究以长 双歧杆菌为细胞模型,根据冻干前后细胞膜结构和功能 的改变、菌体蛋白质活性和二级结构的变化以及菌体形 态变化,探讨冻干对微生物细胞的损伤以及海藻糖和 H A 的保护作用机制。1材料与方法1.1

10、菌种长双歧杆菌 (Bifitdobacterium longum, CICC6068 购自中国工业微生物菌种保藏中心。1.2培养基与试剂大豆蛋白胨 0.5g 、胰蛋白胨 0.5g 、酵母粉 1g 、葡 萄糖 1.0g 、低聚木糖 0.5g ,无机盐溶液 4mL ,蒸馏水 100mL ,半胱氨酸盐酸盐 0.05g(培养基煮沸后加入 ,调 pH 7.0, 121灭菌 15min 。固体斜面加琼脂 1.52.0g 。 海藻糖 (纯度>99%日本林原商事株式会社;透 明质酸 (HA, M r =2.0×106 山东福瑞达生物化工有限 公司;乳糖 (分析纯 、蔗糖 (分析纯 北京双环伟业

11、试 剂有限公司;邻硝基苯 -D -吡喃半乳糖苷 (ONPG,纯 度 >99% Amresco 公司; ATPase试剂盒南京建成 生物工程研究所。1.3仪器与设备YQX-II 厌氧培养箱 上海市新苗医疗器械有限公 司; CR20B2高速冷冻离心机、 S-520扫描电子显微镜 日本 Hitachi 公司; FreeZone 6L 冷冻干燥机 美国 Labconco 公司; Agilent 8453紫外 -可见分光光度计 德 国 Agilent 科技公司; Nicolet Magna-IR 750傅里叶变换 红外光谱仪 美国 Nicolet 公司; DSC 822e差示扫描量 热仪 瑞士 M

12、ettler Toledo公司。1.4方法1.4.1保护剂溶液制备保护剂溶液均采用 10mmol/L pH 7.0 磷酸盐缓冲液配 制 。 冷 藏 、 冻 融 实 验 中 , 海 藻 糖 、 乳 糖 、 蔗 糖 和 甘油组质量浓度均为 20mg/100mL, HA 组质量浓度为 0.8mg/100mL,海藻糖和 HA 复配组两者质量浓度分别为 20mg/100mL和 0.4mg/100mL;冻干实验中,海藻糖、乳 糖、蔗糖、脱脂乳粉组质量浓度均为 10mg/100mL, HA 组质量浓度为 0.4mg/100mL,海藻糖和 HA 复配组两者 质量浓度分别为 10mg/100mL和 0.2mg/

13、100mL。对照组用 磷酸盐缓冲液代替保护剂溶液。糖保护剂溶液均采用 0. 2m 无菌微孔滤膜过滤除菌,磷酸盐缓冲液、蒸馏 水、脱脂乳粉和甘油均采用 121、 15min 灭菌。为避 免相关成分的影响,用于红外光谱 (IR实验的样品其保 护剂溶液均用蒸馏水配制,对照组用无菌蒸馏水代替缓 冲 液 。 1.4.2冻干菌粉制备菌种活化接种液体培养基 37恒温厌氧培养 20h 于 4、 5000r/min条件下离心 10min 收集菌体无 菌水清洗菌体 2次湿菌体与保护剂溶液混合均匀,得 菌悬液冷冻干燥将上述方法制得的菌悬液 1mL 分装于 5mL 无菌离心 管内,菌悬液上部加 1mL 无菌液体石蜡以

14、隔绝空气,置 于-35冰箱冻结。1.4.3蛋白质与核酸的测定将冻干 -复水后的样品于 4、 5000r /m i n 离心 10min ,取上清液,稀释 5倍。以无菌去离子水为空白, 分别于 280nm 和 260nm 波长处测定吸光度。1.4.4-D -半乳糖苷酶活性测定参照 Castro 等 6的方法测定,以 ONPG 为酶作用底 物,生成有色产物邻硝基苯 (ONP。 -D -半乳糖苷酶 活性定义为:1mL 反应液中每 1min 释放 1mol ONP为 1个酶活性单位。上清液中酶活性-D -半乳糖苷酶泄漏率 /%=×100通透性细胞液中酶活性1.4.5ATPase 活性测定先制

15、备通透性细胞悬液 7,然后根据 ATPase 试剂 盒法测定通透性细胞悬液 ATPase 活性。处理后通透性细胞悬液中酶活性ATPase 活性保留率 /%=×100处理前通透性细胞悬液中酶活性1.4.6菌体扫描电镜观察用 0.1mol/L pH7.0的无菌磷酸盐缓冲液将冻干菌粉复 水, 5000r /m i n 离心 10m i n ,弃去上清液。样品在 2.5%的戊二醛溶液中 4固定过夜,用上述缓冲液洗涤 固定后的细胞 2次,离心,弃去上清液。依次用 50%、 70%、 80%、 90%、 95%的乙醇溶液对样品进行脱水处 理,每种乙醇溶液均处理 15min ,再用 100%的乙醇

16、处 理 2次,每次 20m i n 。 40真空干燥。将经上述处理 的菌粉固定于样品台上,真空下表面喷金,扫描电镜 观察菌体形态特征并拍摄照片。1.4.7FT-IR 测定及数据处理将冻干样品平铺于溴化钾晶体窗片,压紧。水化 样品为冻干前菌悬液经清洗、离心后得到的湿菌体,结 果减去水的吸收背景。扫描范围 4000400cm -1,分辨 率 4.0cm -1。利用 Nicolet Omnic 软件将红外光谱酰胺 I 带 进行二阶求导、傅里叶红外光谱去卷积和 6点平滑处 理,根据二阶导数谱各子峰峰位,进行相应的二级结 构指认 8。对原谱进行基线校正和 Lo re n t z 曲线拟合,2010, V

17、ol. 31, No. 07食品科学 生物工程238根据曲线拟合结果计算各子峰峰面积和二级结构相对含量 9。 1.4.8DSC 分析取 210g 冻干菌粉放入铝质样品盘中,另放一空 盘为参照。在氮气环境下扫描,扫描温度范围 0400, 升温速率 4 /min,氮气流量 50mL/min。玻璃化温度 (T g 根据 Maury 等 10的方法计算。 2结果与分析2.1冻干对菌体蛋白质与核酸泄漏的影响及海藻糖和HA 的保护作用 组别-D -半乳糖苷酶泄漏率 /% 冻干前 冻干后 对照组 0.17±0.0314.92±1.69海藻糖组 0.32±0.068.21

18、7;0.97*乳糖组 0.20±0.048.69±1.67*蔗糖组 0.62±0.097.49±2.05*HA 组 0.13±0.049.67±3.61*海藻糖 +HA组0.15±0.027.98±0.68*表 1冻干前后长双歧杆菌 -D -半乳糖苷酶泄漏率Table 1 Leakage rate of -D -galactosidase in Bifitdobacterium longum before and after lyophilization various protectants 注:*. 与对照组相

19、比差异显著 (P <0.05; *. 与对照组相比差异极显著 (P <0.01。a . 对 照 组 ; b . 海 藻 糖 组 ; c . 乳 糖 组 ; d. 蔗糖组; e.HA 组; f. 海藻糖 +HA组。 图 1冻干 -再水化后菌液中蛋白质与核酸吸光度Fig.1 Absorbance of proteins and nucleic acids in the suspension after lyophilization using various protectants and rehydration ofBifitdobacterium longum0.80.70.60.

20、50.40.30.20.10280nm吸 光 度组别ab c d e f260nm根据冻干 -再水化样品上清液中蛋白质与核酸对应 的吸收波长分别为 280nm 和 260nm ,考察菌体蛋白质与 核酸泄漏情况。测得冻干前菌液中蛋白质与核酸对应的 吸光度均接近 0。由图 1可见,冻干后菌液中的蛋白质 与核酸类可溶性物质增多,可能是由于冷冻干燥引起菌 体细胞膜受损、破裂,从而导致菌体内容物释放。加 海藻糖、乳糖、蔗糖、 H A 以及海藻糖和 H A 复配的 各组蛋白质与核酸泄漏减少,这与它们在冻干 -再水化 过程中对菌体细胞的保护作用有关。对照组两者泄漏相 对较严重,表明冻干前添加适当的保护剂对防

21、止菌体细 胞内容物泄漏是必要的。 2.2冻干前后 -D -半乳糖苷酶活性变化以 A 值对 ONP 含量进行回归分析,得回归方程为:Y =0.5570X +0.0022,回归系数 r =0.9999。根据该回归方 程计算冻干前后长双歧杆菌 -D -半乳糖苷酶泄漏率,结 果如表 1所示。-D -半乳糖苷酶是普遍存在于各种双歧杆菌体内的 一种乳糖分解酶, Desjardins 等 11发现该酶与细胞膜相 连, Castro 等 6通过 -D -半乳糖苷酶的泄漏反映细胞 膜渗透性的变化。冻干 -再水化后,长双歧杆菌胞内 -D -半乳糖苷酶泄漏增加,说明该过程破坏细胞膜完 整性,使其渗透性增加。与对照组

22、相比,加保护剂的 各组 -D -半乳糖苷酶泄漏率降低 (P <0.05, P <0.01 ,表 明 海 藻 糖 、 乳 糖 、 蔗 糖 、 H A 以 及 海 藻 糖 和 H A 复 配 具 有 保 护 细 胞 膜 完 整 性 、 抑 制 内 容 物 泄 漏 的 作 用 。 2.3冻干对 ATPase 活性的影响及海藻糖和 HA 的保护作用a . 对 照 组 ; b . 海 藻 糖 组 ; c . 乳 糖 组 ; d. 蔗糖组; e.HA 组; f. 海藻糖 +HA组。 图 2冻干菌体 ATPase 活性保留率Fig.2 Retention rate of ATPase activ

23、ity in lyophilizedBifitdobacterium longum variousprotectants100806040200A T P a s e 活 性 保 留 率 /%组别abcdefATPase 存在于微生物细胞及细胞器的膜上,是生 物膜上的一种蛋白酶,对维持跨膜离子梯度和电位差具 有重要生理作用。 Belli 等 7根据 ATPase 活性变化评价膜 功能的变化。由图 2可见,冻干 -再水化使 ATPase 活 性降低,加保护剂各组 ATPase 活性保存率普遍高于对 照组,其中海藻糖和 HA 复配组最高 (P <0.01 , HA 组 最低 (P <0

24、.05 。 2.4扫描电镜观察冻干菌体形态特征图 3冻干长双歧杆菌扫描电镜照片Fig.3 Cell morphology of lyophilized Bifitdobacterium longum using various protectants observed under scanning electronicmicroscope对照组 (×8000 海藻糖 +HA组 (×8000239生物工程 食品科学2010, Vol. 31, No. 07通过扫描电镜照片,可以更直观地观察冻干 -再水 化对菌体细胞的损伤以及保护剂的作用。由图 3可见, 对照组部分细胞变形、破

25、裂,细胞碎片相互堆积,细 胞间有丝状物相互黏连,可能由细胞破裂后内容物泄漏 所致。海藻糖和 H A 复配组菌体形态完整、细胞饱满。 该结果表明,冻干 -再水化过程破坏细胞膜完整性,部 分细胞裂解、内容物泄漏,以海藻糖和 HA 复配为保护 剂能够有效地保持细胞膜的渗透屏障和结构完整性,避 免内容物泄漏。 2.5冻干对菌体蛋白质二级结构的影响及海藻糖和 HA 的保护作用由于无法对菌体某一特定蛋白质进行红外光谱 (IR分 析,本实验测定的是构成细胞的所有蛋白质二级结构的 一般信息,这样可以更好地显示细胞内所有蛋白质的总 体 结 构 变 化 。 1. 水化态菌体; 2. 无保护剂组; 3. 海藻糖组;

26、 4. 乳 糖组; 5. 蔗糖组; 6. H A 组; 7. 海藻糖 +H A 组。图 4菌体蛋白质酰胺带二阶导数光谱Fig.4 Second derivative spectrum of amide band of protein in lyophilized Bifitdobacterium longum using various protectants波数 /cm-11700168016601640162016003571426曲的吸收峰移至 1648cm -1,且吸收强度增加。乳糖和蔗糖 组位于 1691cm -1的峰消失,且分别于 1694cm -1和 1695cm -1出 现新的

27、吸收峰。海藻糖组和海藻糖与 HA 复配组虽未出 现上述变化,但位于 1654cm -1和 1637cm -1两个主要吸收 峰的强度均减弱。总之,冻干导致菌体蛋白质二级结 构改变,加保护剂后,二级结构混乱程度较低,尤其 是海藻糖和 HA 复配组,其酰胺带二阶导数谱与水化 态最接近,说明两者复配在冻干过程中保护菌体蛋白质 二级结构效果显著。 2.6海藻糖和 HA 对冻干微生物膜脂 PO 2-的影响 图 5为菌体细胞膜磷脂 PO 2-不对称伸展 IR ,其吸 收峰对应的波数分别为:水化态菌体 1230cm -1、无保护 剂组 1251cm -1、海藻糖组 1229cm -1、乳糖组 1234cm -

28、1、 蔗糖组 1230cm -1、 HA 组 1249cm -1、海藻糖和 HA 复配 组 1232cm -1。可见,冻干后无保护剂组 PO 2- 吸收峰由 水化态的 1230cm -1移至 1251cm -1,这是由于冻干后 PO 2-周围的氢键结合水被除去,导致 PO 2- 吸收峰向高波数移 动。海藻糖、乳糖、蔗糖以及海藻糖和 HA 复配组 P O 2-吸收峰与水化组相比无明显变化,说明上述糖与氢键结 合水对膜脂 PO 2- 的作用相当。 HA 组 PO 2- 特征峰与无保 护剂组相似,表明 H A 没有起到与氢键结合水相当的 作 用 。波数 /cm-1130012801260124012

29、201200A波数 /cm-1130012801260124012201200 B 波数 /cm-1130012801260124012201200C样品 -螺旋蛋白 -折叠蛋白含量 /%-转角蛋白 无规卷曲 含量 /%分子内 分子间 含量 /%水化态 14.6935.191.6137.9610.55无保护剂组 12.1034.273.9135.4514.27海藻糖组 13.9931.413.2738.6812.65乳糖组 13.2131.613.9339.2611.98蔗糖组 13.9435.603.6138.9912.58HA 组 11.9432.654.7736.3914.25海藻糖 +

30、HA组14.4336.001.0335.8612.68表 2长双歧杆菌菌体蛋白质二级结构含量分布Table 2 Contents of various protein secondary structures in lyophilized Bifitdobacterium longum using various protectants 由表 2可见,与天然、水化态相比,冻干后的各 组蛋白质酰胺带 (位于 17001600cm -1IR 均发生变化:-螺旋结构减少, -折叠和无规则卷曲相对含量增加。由图 4可见,无保护剂组和 HA 组分别于 1698cm -1和 1695cm -1出现新的吸收

31、峰,两个峰均属于分子间 -折 叠,表明蛋白质发生聚合 12-13。 1646cm -1属于无规则卷2010, Vol. 31, No. 07食品科学 生物工程 240A. 水化态菌体; B. 无保护剂组; C. 海藻糖组; D. 乳 糖组; E. 蔗 糖 组 ; F. H A 组; G. 海 藻 糖 +H A 组。图 5菌体细胞膜脂 PO 2-不对称伸展红外谱图Fig.5 Infrared spectrum of phosphate asymmetric stretch of membrane lipids in lyophilized Bifitdobacterium longum usin

32、gvariousprotectants波数 /cm-1130012801260124012201200D波数 /cm-1130012801260124012201200E波数 /cm-1130012801260124012201200F波数 /cm-1130012801260124012201200G2.7保护剂的 T g 及其对长双歧杆菌的保护作用表 3为实验所用糖保护剂的 T g ,糖的 T g 与其相对 分子质量和水分含量有关,相对分子质量越高, T g 越 高,因此 HA 的 T g 比海藻糖、乳糖和蔗糖的高;水的 存在能显著降低样品的 T g ,本实验中样品残余水分含量 小于 0.0

33、5g/g干质量。海藻糖 +HA组的 T g 是按它们复配的比例混合、溶解、冻干后测得的,海藻糖与 H A 复配后混合物的 T g 提高。虽然单独的玻璃态对生物分 子在冻干和贮存过程中的保护作用不佳,但玻璃体内部 分子的运动性与玻璃体的稳定性有关,因此,海藻糖和 HA 复配有利于提高菌体细胞冻干和贮存稳定性。 Sun 等 14研究了糖玻璃体对脂质体融合和药物保存率的影 响,结果发现当温度低于 T g 时药物泄漏率非常低,而 高于或接近 T g 时,泄漏率呈指数增加,表明玻璃态对 提高脂质体的贮存稳定性是必要的,因此提高脂质体稳定性需在温度低于 T g 下贮存或提高其 T g 。 Lodato 等

34、 15认 为,保护剂的物理稳定性 (玻璃态 对保护细胞起到次要的 作 用 。3结论Lievense 等 16认为冻干对细胞膜的损伤是微生物致死的主要原因。细胞膜表面通常结合大量水分子,这 些水分子与磷脂的极性头部通过氢键结合,在磷脂双层周围形成了一层水化层,水化层对维持膜结构及功能具 有重要意义。除去氢键结合水会对生物膜的结构和功能 造成损伤,如膜融合、相变、膜侧向相分离和内容物 泄漏。活性蛋白失活是微生物死亡的另一重要原因,细 胞内有些酶对冻干敏感,如 ATPase 、 -半乳糖苷酶、 乳酸脱氢酶、脂酶、过氧化氢酶等 17。本研究发现, 冻干 -再水化导致长双歧杆菌的蛋白质、核酸泄漏, -D

35、 -半乳糖苷酶的泄漏率增加,表明冻干 -再水化过程 中细胞膜受损、透性增加,扫描电镜照片进一步证明了冻干引起细胞破裂,内容物泄漏。在对 ATPase 活性 的研究中发现,冻干 -再水化后 ATPase 活性下降。原 因可能是细胞膜受损后改变了本身与 ATPase 的结合状 态,从而影响 ATPase 活性,也可能是冻干 -再水化破 坏酶的结构所致 17,或者两者兼有。笔者 18在前期的研究中分别以脂质体和胰激肽原酶 为模型,探讨了海藻糖和 HA 等保护剂对膜脂双层和蛋 白质分子的冻干保护作用。分别考察了磷脂 P O 2-、胰 激肽原酶酰胺带与糖的 OH 红外光谱相互影响,笔 者认为,脱水后海藻

36、糖、乳糖和蔗糖的 OH 与细胞膜 磷脂的 PO 2- 通过氢键连接,代替磷脂极性头部周围失去 的氢键结合水,从而使膜脂脱水后仍处于“水化”状态。这样在脱水的过程中膜脂就不会发生从液晶相转变 为凝胶相的相变,从而避免了相变和再水化时易发生的糖 海藻糖 乳糖 蔗糖 HA 海藻糖 +HAT g/68.4252.3056.12118.2577.60表 3不同糖的 T gTable 3 T g of various carbohydrates生物工程 食品科学 Microbiol, 1997, 82: 87-94. 7 2010, Vol. 31, No. 07 241 内容物泄漏。另外，由脱水导致的膜

37、融合和侧向相分 离也会得到抑制。HA 组冻干后 PO 吸收峰偏移情况与 2 BELLI W A, MARQUIS R A. Adaptation of Streptococcus mutans and Enterococcus hirae to acid stress in continuous cultureJ. Appl Environ Microbiol, 1991,57:1134-1138. 无保护剂组相似，说明 HA 没有与 PO 2 产生氢键相互作 用。此外，海藻糖、乳糖和蔗糖的 O H 与菌体蛋白 质极性基团产生氢键相互作用，代替冻干后极性基团周 围失去的氢键结合水，结果冻干前后

38、，与蛋白质极性 基团结合的氢键数目不变，因此蛋白质二级结构得以维 持 1 9 。 HA 为高分子化合物，既不能与 PO 2 和蛋白质产生 氢键作用，也不能进入微生物细胞内部，只能在细胞 表面形成网状结构的玻璃体。根据 Davidson 等20的研究 结果，单独的玻璃态对生物分子的保护作用不佳，故 HA 组冻干后菌体蛋白质变性程度较高。海藻糖和 HA 复 配组，一部分海藻糖进入细胞内部与膜脂的 PO 2 和蛋白 质极性基团结合，维持膜脂和蛋白质二级结构稳定 性 21；另一部分海藻糖和 HA 混合物在细胞周围形成稳 定的玻璃态外壳，使膜脂分子和蛋白质分子移动受到限 制，这样在细胞内外均存在保护作用

39、，因此海藻糖和 H A 复配冻干过程微生物细胞的保护作用最佳。总之， 海藻糖、乳糖、蔗糖、H A 以及海藻糖和 H A 复配对 菌体细胞的保护作用是它们对细胞膜的保护作用和对构 成菌体的敏感蛋白质保护作用的有机结合。 参考文献： 16 1 LESLIE S B, ISRAELI E, LIGHTHART B, et al. Trehalose and sucrose protect both membranes and proteins in intact bacteria during dryingJ. Appl Environ Microbiol, 1995, 61(10: 3592-35

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