实验动物与动物实验方法教案

目录TOC\o"1-3"\h\z第一篇实验动物学基本知识 2第一章实验动物学的基本概念 2第二章实验动物的分类 2第二篇动物实验的相关知识 4第一章实验动物给药量的确定及计算方法 4第一节实验动物用药量的计算方法 4第二节动物间剂量换算 4第三节动物给药剂量的确定 5第二章实验动物的麻醉方法 5第三章生理溶液的配制 5第四章动物实验设计的基本原则 6第五章动物实验数据的收集整理和描述 6第一节有效数字及其误差的传递 6第二节实验数据的分类 6第三节常用的数理统计方法 7第六章选择实验动物的基本原则 7第七章药理学研究中实验动物的选择 7第八章动物实验报告与论文的撰写及注意事项 8第三篇动物实验的常用实验技术 9第一章动物实验的基本操作 9第一节实验动物的编号 9第二节动物的捉持和固定 9第三节常用动物的给药方法 9第四节动物的性别鉴定 10第五节动物处死方法 10第二章动物血液的采集方法 10第一节大鼠、小鼠的血液采集方法 10第二节家兔、豚鼠的血液采集方法 11第三章动物实验手术基本操作技术 11第四章动物尸检的方法 12第五章动物各种体液的采集方法 12第四篇实验讲义 13实验一大鼠、小鼠的实验基本操作练习 13实验二家兔血清转氨酶的测定 13实验三剂量的计算和大鼠、小鼠的采血练习 14实验四家兔血压的测定 14实验五大白鼠肾上腺和小白鼠卵巢摘除术 14实验六离体蛙心实验 15实验七药物的抗惊厥作用 15实验八药物的镇痛作用 17实验九奎尼丁对实验性心律失常的影响 18附表 19表一不同动物采血部位与采血量 19表二不同动物的最大安全采血量和最小致死采血量（ml） 19表三人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值表 19表四常用生理溶液的成分和配制 19表五常用非挥发性麻醉药的剂量 20第一章实验动物学的基本概念一、实验动物的定义实验动物是人工饲养，对其携带的微生物实行控制，遗传背景明确或者来源清楚的，用于科学研究、教学、生产、检定及其科学实验的动物。通常将用于实验的各种动物称为实验动物，包括实验动物、家畜（禽）和野生动物三大类。二、实验动物学的基本内容1、实验动物育种学：实验动物育种学主要研究实验动物遗传改良和遗传控制，以及野生动物和家畜的实验动物化。2、实验动物医学：实验动物医学专门研究实验动物疾病的诊断、治疗、预防以及它在生物医学领域里如何应用的科学。3、比较医学：比较研究所有动物（包括人的）基本生命现象的异同。4、实验动物生态学：研究实验动物生存的环境与条件，如动物房舍、动物设施、通风、温度、湿度、光照、噪声、笼具、饲料、饮水以及各种垫料等。5、动物实验技术：研究动物实验时的各种操作技术和实验方法，也包括实验动物本身的饲养管理技术和各种监测技术等。第二章实验动物的分类按微生物学标准分类：㈠按国际标准分类：按微生物控制的程度，可将实验动物分为四类：无菌动物、悉生动物、SPF动物和常规动物。1、无菌动物（germfreeanimals,GF）：机体内外均无任何寄生物（微生物和寄生虫）的动物，采用当前的手段无法检出一切其他生命体，它是在全封闭无菌条件下饲养的动物（如隔离器）。2、悉生动物（gnotobioticanimals,GN）：机体内带有已知微生物的动物，故又称已知菌动物，它是将已知菌植入动物体内，因植入的菌类数量不同可分为单菌动物、双菌动物、多菌动物。这两类动物必须饲养于隔离环境（全封闭无菌条件下）饲养内，饲料、饮水、笼严格消毒，确保无菌。饲料中的营养成分必须齐全，满足无菌动物的需要，特别是维生素类营养物质。无菌动物和悉生动物适用于作一些特殊的研究试验，如病原研究、微生物之间的关系研究、宿主与微生物之间关系研究、营养与代谢、抗肿瘤研究等。3、SPF动物SPF动物,即无特定病原体动物（specificpathogenfreeanimals,SPF），它是机体内无特定的微生物和寄生虫的动物，但非特定的微生物和寄生虫是允许存在的，所以实际上就是指无传染病的健康动物。SPF动物必须饲养于屏障环境中，饲料、饮水、垫料、笼具等必须灭菌，操作人员必须严格执行操作规程。4、普通动物普通动物（conventionalanimals,CV），又称常规动物，是指在一般自然环境中饲养的，允许带有寄生虫和细菌，但不允许带有人畜共患病的动物。普通动物应具有健康动物的外貌和正常的饮食，毛色光泽、贴身，皮肤有弹性，无瘢痕及缺损，头、脸、四肢不肿胀，无弓背吊腹的表现，呼吸平稳，不气喘和咳嗽，无眼观的病灶。普通动物饲养与普通环境中，饲喂全价饲料，饮水应符合城市饮水卫生标准，饲料、垫料要消毒，饲养室温度、湿度能人工控制，能防止蚊虫的昆虫进入。饲养室内外环境应定期打扫、消毒。病死的动物要焚毁。普通动物对实验的反应性差，实验结果不可靠，它只能供教学和为预备试验时用，不宜搞科研。㈡国内按微生物学标准分类我国实验动物按微生物标准分类：一级动物、二级动物、三级动物、四级动物。一级动物即普通动物。二级动物为清洁动物，这类动物除一级动物要求不能带有人兽共患疾病的病原体及体外寄生虫外，还需不带有动物传染病原体和对科学实验干扰大的病原体。清洁动物外观无病，不允许出现临床症状和脏器的病变和自然死亡。清洁级动物是我国自行设立的一种等级动物，这类动物因在实验中可免受动物疾病的干扰，其敏感性和重复性较好，适宜作大部分的科研实验，目前我国已逐步广泛应用。清洁级动物必须饲养于半屏障环境中，饲料，饮水，垫料等均须消毒。工作人员需要更换灭菌工作服、鞋帽、口罩等后才可进入饲养室操作。饲养室必须控制温度、湿度、光照强度和光照时间。三级动物为SPF动物又称无特定病原体动物。四级动物为无菌动物和悉生动物。二、按遗传学分类按遗传学控制方法，根据基因纯合的程度，可将实验动物分为近交系、远交系、突变系、系统杂交动物四类。近交系动物近交系动物一般称之为纯系动物，是按血缘关系采用兄妹交配或亲子交配。如小鼠或大鼠等啮齿类同胞兄妹连续交配20代以上而培育出来的遗传上具有高度纯合性和稳定性的纯品系动物，成为近交系。其近交系数可达99.8%。近交系的优点是可以获得精确度高的试验结果，而且各项实验结果极易重复，具有可比性，对各种应激反应均一，周期短，使用动物少，可作病理模型，遗传背景明确。但是由于近交系动物是高度近交培育而成，必然造成近交衰退，如对生长环境条件要求较高，产仔少，饲料中营养要求也高等。远交系动物远交系动物也称“封闭群”动物。1973年日本实验动物研究会规定5年以上不从外部引种，指在一定群体中进行繁殖，为经常提供实验动物而进行生产的群体叫做“封闭群”。它是以群体遗传学为基础包括封闭年限、群体大小、群体结构等。由于封闭群繁殖率高，具有杂合性，适用于大量繁殖，以满足生物制品、制药厂各种药品的安全性和效价等多动物的大量需要。突变系动物动物受各种内外因素影响引起染色体畸变和基因突变而育成某些特殊性状表型的品系，称之突变系动物。有的突变系动物与人的疾病相似，如肥胖小鼠具有与人类极相似的肥胖病和糖尿病；肌肉萎缩症小鼠具有与人类相似的肌肉萎缩症等。许多模型是由自然突变和自发突变而产生的。这就需要由实验育种工作者去发现、研究并留种育成。4、系统杂交动物系统杂交动物是指两个不同品系的近交系动物之间杂交产生的第一代杂交动物。此系统杂交动物又叫F1代动物，也可以叫“杂交一代”或“子一代”、“杂种一代”动物。F1代动物是由两个不同品系的近交系杂交培育而来，具有杂交优势，对外界的适应能力和抗病能力强，产仔率高，克服了因近交繁殖引起的各种近交率退现象；但也具有近交系的优点，具有与纯系动物基本相似的遗传均质性，虽基因不是纯合子，但基因是整齐一致的，遗传性是稳定的，表现型也一致，基本上具有近交系动物的特点，具有遗传上的均一性，实验结果易重复，便于国际交流，并在生物医学研究中广泛应用。如干细胞的研究、移植免疫的研究、细胞动力学研究、单克隆抗体等。第一章实验动物给药量的确定及计算方法第一节实验动物用药量的计算方法一、一般药物或试剂浓度的表示方法1、百分浓度：①重量／容量（W/V）法：每100ml溶液中含药物的克数。②容量／容量（V/V）法：每100ml溶液中含药物的毫升数。2、比例浓度：“1:X”,指1g固体或1ml液体溶质，加溶剂配成xml溶液。3、摩尔浓度（mol/L）：1000ml溶液中含溶质的摩尔数。4、百万分浓度（PPM）：指一百万份物质（固体、液体、气体）中所含药物或毒物的份数。5、单位（u）和国际单位（IU或iu）：通过生物检定，并与标准品比较，以确定检品药物一定量中含有多少效价单位。凡是按国际协议的标准品检定得的效价单位称为国际单位。二、中药制剂浓度表示方法1、单味中药粗制剂浓度表示法通常以mg·mL-1或g/ml表示液体制剂；如果是固体制剂，则通常以g·g-1或g/g表示。2、复方制剂浓度表示法：除表明药物的制剂与浓度外，还应附上药物的组成及相当的生药量。3、浓度表示法：如果成分和含量清楚，一般以含量表示。三、动物实验药物剂量的表示方法：一般按mg/kg或g/kg体重计算。四、给药溶液的配制与换算1、溶液配制时的换算①用纯药品或试剂配制溶液时，求所需的药量：所需药量＝所需溶液量×所需浓度②用浓溶液配制稀溶液，求所需浓溶液的量：所需浓溶液量＝稀释溶液浓度×稀释溶液量/浓溶液浓度2、动物给药溶液的计算①已知给药剂量和给药浓度，计算给药体积。②已知给药剂量计算给药浓度第二节动物间剂量换算1、同种动物间等效剂量的换算：①按动物体重给药；②按体表面积用药2.不同种属动物间剂量的换算⑴标准动物的等效剂量折算系数法：举例：小鼠1mg/只，由表可知人用量为387.9/人，人用量为387.9÷70Kg＝5.5mg/kg⑵等效剂量的直接折算法：对于任何体重的动物：用折算系数和体型系数进行公式计算公式中dB是欲求算的B种动物（包括人）的公斤体重剂量，dA是已知动物（包括人）A的公斤体重剂量；WA、WB是已知动物A、B的体重，RA、RB是已知动物A、B的体型折算系数，KA、KB是折算系数。不同动物的剂量折算系数动物种属小鼠大鼠豚鼠兔犬人R（体型系数）0.060.090.0990.0930.1040.11K（折算系数）10.710.620.300.320.11⑶人与动物用药量的比例换算不同动物剂量换算可遵循以下系数换算：人一1，犬、猴—3，兔、猫一5，大鼠、豚鼠一7，小鼠一9的折算系数为依据，推算出等效剂量。第三节动物给药剂量的确定一、动物给药剂量的确定1、先用小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量，然后用小于中毒量的剂量，或取致死量1／l0～1／5。2、化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是结构和作用都相似的药物剂量。3、已有临床经验的药物（中药或西药）可按临床剂量推算。4、确定动物给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。5、确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所用剂量也不同，以口服量为l00时，灌肠量应为100～200，皮下注射量30～50，肌肉注射量为25～30，静脉注射量为25。6、确定剂量后，可根据与实验结果调整剂量。二、给药量的计算应考虑的问题若已知给药浓度和给药剂量，则可计算给药体积。若仅知给药剂量，应查出最佳给药体积范围，确定给药体积，再计算给药浓度。已知给药剂量，查出最佳给药体积范围后，有时需摸索出适宜的给药浓度，求给药次数等（如中药粗制剂）应考虑助溶问题。第二章实验动物的麻醉方法一、麻醉方法的选择根据动物种类与麻醉方法的选择：鼠类动物一般都选择腹腔麻醉，也较适宜吸入麻醉；兔、犬、猴等都比较适合静脉麻醉。根据实验长短选择麻醉药物和方法：时间短的可选择吸入麻醉，或短效静脉麻醉；时间较长的可选择腹腔麻醉和肌肉麻醉；时间很长的宜选用静脉输液连续麻醉。根据实验内容选择试验方法：如失血性休克不宜麻醉过深，否则容易发生死亡；做心电图的实验多用乌拉坦等。二.常用的麻醉剂1、挥发性麻醉剂如：乙醚、氯仿等。2、非挥发性麻醉剂(1)戊巴比妥钠：戊巴比妥钠麻醉时间不很长，一般可持续3～5小时，十分符合一般实验要求。所以是最常用的麻醉剂。(2)硫喷妥钠：麻醉诱导和苏醒时间短，一次用药仅可维持数分钟。(3)水合氯醛：其麻醉量与中毒量很接近，故安全围小。水合氯醛的常用浓度1％。(4)氨基甲酸乙酯(乌拉坦)：此药是比温和的麻醉药，安全度大。乌拉坦常用浓度20～25％。第三章生理溶液的配制进行离体器官或组织实验时，必须给离体的器官或组织提供一个与其在机体内所处环境相似的外界环境。各种不同的生理溶液，就是根据各种不同的器官或组织在机体内所处环境中的化学成分、离子强度、酸碱性、能量和氧气供应、温度等的不同而配制的，以提供给不同的器官或组织一个适宜的体外。一、配制人工生理溶液的主要条件1、渗透压：配制人工生理溶液要等渗。不同的动物对同一物质的等渗浓度要求不相同。2、各种离子：溶液中含有一定比例的不同电解质的离子Na+、ca2+、K+、Mg2+、OH-是维持组织和器官功能所必需。组织器官不同，对生理溶液中离子成分和浓度要求亦不同。3、pH的影响：人工生理溶液的pH值一般要求在7～7．8之间。4、能量：葡萄糖能提供组织活动所需的能量，但需临用时时加入溶液中，特别是气温较高时尤应注意。各种细胞培养液还需加入多种氨基酸，血清等营养物质。5、氧气：有的离体器官需要氧气，如离体的子宫、离体的兔心、乳头肌等，一般用95％氧气、5％C02；在肠管实验时可以用空气。二、常用生理溶液的成分和配制详见附表表四。三、配制人工生理溶液的注意事项1、蒸馏水要新鲜，最好用重蒸馏水。2、配制时要用无水氯化钙3、配制时如有碳酸氢钠或有磷酸二氢钠则必须充分稀释后才可以加入已经溶好的氯化钙中，边加边搅拌，以免产生混浊和沉淀。4、含有碳酸氢钠或葡萄糖的溶液，储存的日期都不能过长。第四章动物实验设计的基本原则一、对照性原则对照性原则是要求在实验中设立可与实验组比较，用以消除各种无关因素影响的对照组。实验研究一般都把实验对象随机分设对照。可以采用同体对照，即同一动物在施加实验因素前后所获得的不同结果和数据各成一组，作为前后的对照，或同一动物在施加实验因素的一侧与不施加实验因素的另一侧作左右的对照；也可采用异体对照，即一组施加实验因素，一组不施加实验因素。不作任何实验处理给生理盐水进行比较的对照组称“空白对照’’或“阴性对照”；施行正常值、标准值处理进行比较的对照组称“标准对照”或“阳性对照”。对照各组均应在同一条件下，否则失去对照意义。二、重复性原则重复性原则是指同一处理要设置多个样本例数。一般估测的样本数：小动物(小鼠、大鼠)每组10-30例：计量资料每组不少于10例，计数资料每组不少于20例。中等动物(豚鼠、家兔)每组8-20例；计量资料每组不少于8例，计数资料每组不少于20例。大动物(犬、猫)每组6-20例；计量资料每组不少于6例，计数资料每组不少于20例。三、随机性原则随机性原则就是按照机遇均等的原则进行分组。其目的是使一切干扰因素造成的实验误差尽量减少，而不受实验者主管因素或其他偏性误差的影响。随机化的手段可采用编号卡片抽签法，随机数字表或采用计算机的随机数字键。第五章动物实验数据的收集整理和描述第一节有效数字及其误差的传递一、有效数字有效效字是指包括本位数在内的各位数字，它不包括数字前的零，但包括数字后的零，它与小数点的位置无关。记录读数时应由仪表最小刻度值向下估读一位。二、有效数字的误差传递1、尾数取舍计算值常含有多位小数，其有效位数末位数后的尾数取舍，应按“四舍六入，逢五化偶”的规则(不是四舍五入)。当尾数是五时，如前一位数是偶数则将五舍去；如为奇数则进一，使末位数化为偶数。2、加减计算加减计算时，得数的最大绝对误差是各实测值绝对误差之和。亦可按实用简法计算，即加减得数的小数位数等于或小于实测值中最小的小数位数。3、乘除计算乘除计算时，得数的最大相对误差是各实测值相对误差之和。亦可按实用简法计算，即乘除得数的有效位数等于或小于实测值中最小的有效位数。第二节实验数据的分类1、计数资料此类资料对于每一观察个体而言；没有量的差异，只存在质的区别，故称为质反应资料。它指某一特定反应出现或不出现(例如，死亡或存活、有效或无效、呕吐或不呕吐、惊厥或不惊厥等)的个数。如扭体数、成活数、死亡数、产仔数等。这种指标值的大小是以各组受试中阳性反应(或阴性反应)的出现例数来表示，故又称为计数资料。2、计量资料计量资料是药效统计分析中最常用的资料类型。它通过直接计量而得来的以数量为特征的资料，是用度量衡等计量工具直接测定的。如血压、体重、血糖、尿量、血细胞数等。常用于计量资料的统计方法(如t检验)都基于测量数据符合“常态分布”这一前提，故作统计学处理之前应进行资料是否符合常态（或正态）分布的检验。3、计时资料(时反应资料)计时资料是以时间为指标的特殊计量资料。因都以时间为指标，故特称为计时(或时反应)资料。观察指标是某种质反应出现所需的时间或持续时间，这类资料称计时资料。计时资料的概率分布不如量反应的概率分布对称，其特点是常不符合常态分布，而呈右偏态，因而计时资料的数据处理不同于一般计量资料。4、等级资料(半定量资料)当观察指标有等级关系的称为等级资料，如：用药后疾病的变化可分为痊愈、显效、改善、无效和恶化；组织的病变程度可分为＋＋＋、＋＋、＋、±、－；疼痛的缓解可分为高度、中度、轻度、无效等。等级资料介于计量资料和计数资料之间，可比计数资料获得更多的信息，但不如计量资料及计时资料准确，且常偏离正态，因而需要应用非参数方法进行统计分析。常用的数理统计方法配对资料——t检验两组对比例数等：t值简法基本正态方差齐无配对关系例数不等：t值法方差不齐：校正t值法计量资料多组对比：综合对比用方差分析，两药对比用q检验数据偏态：秩检验或序值法计数资料两率对比——χ2(2×2法)确切概率法等级资料——秩和法、Ridet法或等级序值法等第六章选择实验动物的基本原则1、相似性原则：相似性原则是指利用动物与人类某些机能、代谢、结构及疾病特点的相似性选择实验动物。2、特殊性原则：利用不同种系实验动物机体存在的特殊构造或某些特殊反应选择解剖、生理特点符合实验目的和要求的动物。3、标准化原则：标准化原则是指动物实验中选择和使用与研究内容相匹配的标准化的实验动物。只有选用经遗传学、微生物学、环境及营养控制的标准化实验动物，才能排除微生物及潜在疾病对实验结果的影响，排除因遗传污染而造成的个体差异。4、规格化原则：规格化原则是指选择与实验要求一致的动物规格。由于不同动物对外界刺激的反应存在着个体差异，选择时，除了注意动物的种类及品系外，还应考虑到动物的年龄、体重、性别、生理及健康状况等，符合规格，这也是保证实验结果可靠性和可重复性的一个重要环节。5、经济性原则：经济性原则是指尽量选用容易获得、价格便宜和饲养经济的动物。在不影响整个实验质量的前提下，尽量做到方法简便和降低成本，选用易于获得、最经济和最易饲养管理的实验动物。第七章药理学研究中实验动物的选择一、作用于神经系统的药物研究中促智药研究一般使用健康成年的小鼠和大鼠。除非特定需要，一般不选用幼鼠或老年鼠。镇静催眠药研究一般选用健康成年小鼠，便于分组实验。镇痛药研究均需在整体动物上进行，常用成年小鼠、大鼠、兔，必要时也可用豚鼠、犬等。一般雌雄兼用，但在热板法或是跖刺激法试验中，不用雄性动物，因为雄性动物的阴囊部位对热敏感。解热药研究首选家兔，因为家兔对热原质极为敏感。此外，也可用大鼠进行试验。二、作用于心血管系统的药物研究抗心肌缺血药物研究可选用犬、猫、家兔、大鼠和小鼠。抗心律失常药物研究可用豚鼠，因小鼠不便操作不宜选用。降压药物研究一般选用犬、猫或大鼠，大鼠是肾血管型高血压良好的模型动物。降压药研究，不宜使用家兔，因家兔外周循环对外界环境刺激极敏感，血压变化大。治疗心功能不全药物研究常用犬、猫、豚鼠、也可用家兔，一般不宜用大鼠。调血脂药物研究一般选用大鼠、家兔，尤其是遗传性高脂血症WUHL兔是良好的模型动物。抗动脉粥样硬化药物研究，一般可选用家兔、鹌鹑。这两种动物对高脂日粮诱发脂代谢紊乱极为敏感，动脉粥样硬化极易形成。抗血小板聚集药物研究一般选用家兔和大鼠，个别试验选用小鼠。为避免动物发情周期影响，宜用雄性动物。抗凝血药物研究常用大鼠和家兔，也可用小鼠、豚鼠或沙鼠等，也以雄性动物为宜。在研究药物对心脏的作用时，可选择青蛙和蟾蜍，因为它们的心脏在离体情况下仍有节律地搏动很久。三、作用于呼吸系统的药物研究镇咳药筛选的首选动物是豚鼠，因为豚鼠对化学刺激或机械刺激都很敏感，刺激后能诱发咳嗽，刺激其喉上神经亦能引起咳嗽。兔对化学刺激或电刺激不敏感，刺激后发生喷嚏的机会较咳嗽为多，故兔很少用于筛选镇咳药。小鼠和大鼠给以化学刺激虽能诱发咳嗽，但喷嚏和咳嗽动作很难区别，变异较大，实验可靠性较差。尽管目前也有人用小鼠初筛镇咳药，但应尽量少用。支气管扩张药物研究最常用的动物是豚鼠，因其气管平滑肌对致痉剂和药物的反应最敏感。祛痰药研究一般选用雄性小鼠、兔或猫，用来观察药物对呼吸道分泌的影响。家兔因气管切开时容易出血，会影响实验结果，不宜采用四、作用于消化系统的药物研究胃肠解痉药物研究可用大鼠、豚鼠、家兔、犬等，雌雄均可。催吐或止吐药一般选用犬、猫、鸽等，而不选用家兔、豚鼠、大鼠，因为这些动物无呕吐反射。五、作用于泌尿系统的药物研究利尿药物或抗利尿药物的研究一般以雄性大鼠或犬为佳，小鼠尿量较少，家兔为草食动物，实验结果都不尽如意。六、作用于内分泌系统的药物研究肾上腺皮质激素类药物研究可选用大鼠、小鼠，雌雄均可。但做有关代谢试验时，宜选用雄性动物，便于收集尿样。Hl受体激动药物或阻断药物研究首选动物是豚鼠，其次为大鼠，雌雄各半。第八章动物实验报告与论文的撰写及注意事项一、动物实验报告的基本格式与要求动物实验报告一般包括实验名称、实验目的、实验材料、实验步骤、实验结果和实验结论等内容。1．实验名称2．实验目的3．实验材料4．实验步骤5．实验结果实验结果是在实验过程产生的现象和数据的原始记录的基础上，经过科学加工而成的资料。原始记录是实验结果的根据，在实验过程中，必须随时在有页码的记录本上详尽地进行记录，除记录实验过程及其产生的现象和数据外，还应记录实验的日期、时间、环境条件(温度、湿度，或其他特殊条件)、偶然情况，对原始记录不得随意涂改，更不能撕毁脱页。在实验完成之后，应对原始记录进行认真核对，系统分析，对数据进行统计学处理，形成实验结果，正式写进实验报告中。实验结果的表示方法可以用表格、图表、曲线等方式。如果必须叙述，文字一定要简明扼要，避免图、文重复。6．实验结论实验结论是根据实验过程观察到的现象和测得的数据等感性材料进行理论上的分析、推理而产生的理性认识的客观表述。实验结论不是实验结果的简单重复。(三)撰写注意事项1．应准确描述实验动物的品种或品系名称，并规范化，避免使用通俗称谓，如SD大鼠不能写成SD大白鼠。大白鼠、小白鼠的描述均与学术论文不相符的，也是不准确的俗称。2．应准确描述试验中所用动物的雌雄性别比例、数量、体重、年龄等。撰写实验报告应突出真实性、可重复性和可操作性。3．统计名词及符号的书写要求：样本的算术平均数用英文小斜体x，不用大斜体X或M；标准差用英文小斜体s不用SD；标准误用英文大斜体S加下角小斜体x，即Sx，不用SE或SEM；t检验用英文小斜体t；卡方检验用希腊文小斜体χ2；概率用英文大斜体P；样本用英文小斜体n。第一章动物实验的基本操作第一节实验动物的编号大鼠和小鼠的编号一般都用不同颜料涂染皮毛的方法来标记，常用的涂染化学品如下①涂染黄色用3～5%苦味酸溶液;②涂红色用0.5%品红溶液等。前者最常用。在动物固定的不同部位涂上苦味酸斑点表示不同号码。一般习惯在左前腿上为1，腰部为2，在左后腿上为3，在头部为4，在正中为5，在尾基部位6，在右前腿为7，在右侧要不为8，在右后退上为9，不涂染鼠为10。如果试验时动物编号超过10，可在动物同一部位上再涂染另一种涂染剂。标记方法如图。第二节动物的捉持和固定一、小白鼠的捉持：捉拿时可先用右手抓住并提起鼠尾，置于实验台或鼠笼上，并稍向后拉；用左手的拇指和食指抓住小鼠两耳后颈背部的皮肤，将鼠置于左手心中，拉直后肢，以无名指及小指按住鼠尾或小鼠的左后肢即可。二、大白鼠的持：大白鼠的捉拿时，可戴上手套。实验者可用右手捉住鼠尾，放在实验台或鼠笼上，并稍向后拉；左手掌面向鼠背，食指和中指压住鼠的头顶，拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入，将鼠的两前肢卡住；或拽紧鼠后颈及后背皮肤即可。三、家兔的捉持：用一手抓住家兔颈背部皮肤，将兔提起，另一手托其臀部，使兔呈坐位姿势。第三节常用动物的给药方法一、小鼠、大鼠常用的给药方法1、灌胃（ig）：左手将动物固定后，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角进针，沿上腭向鼠口腔的后下方插入食管。一般的给药量小鼠为0.1～0.3ml／10g，大鼠为1～2.0ml／100g。2、皮下注射（sc）:常在背部皮下注射。一手固定动物，另一只手注射给药。一般给药量小鼠为0.1～0.20ml／10g，大鼠为1ml／100g。3、腹腔注射（ip）:左手固定动物，右手持注射器，从下腹部外侧，呈45度角刺入腹腔，进针约3～5mm，一般给药量小鼠为0.1～0.3ml／10g，大鼠1～2.0ml／100g。4、肌内注射（im）：多注射后肢股部肌肉。如一人单独操作，以左手拇指和食指抓住小鼠头部皮肤，小指、无名指和掌部夹住鼠尾及一侧后肢，右手持注射器刺入后肢肌肉给药。一般小鼠每侧不超过0.1ml。5、尾静脉注射（iv）：将动物固定，鼠尾巴露在外面，用70%～75%的酒精棉球擦尾部，或将鼠尾浸入45～50℃温水中。待尾部左右静脉扩张后，左手拉着尾，右手进针。小鼠一般的给药量为0.1～0.2ml／10g二、家兔常用的给药方法灌胃：（略）皮下、肌内及腹腔注射：给药方法基本上同小白鼠，为针头稍大，给药量可稍多（皮下与肌内0.5～1.0ml／kg，腹腔1.0～5.0ml／kg）。静脉注射：将家兔置固定箱内，拔去耳克外缘的毛，选择一条比较明显的耳缘静脉，用酒精棉球涂擦皮肤，使血管暴露。用左手拇指和中指捏住兔的耳尖，以食指垫在兔耳拟进针部位的下面，右手持注射器，从近耳尖处将针头刺入血管。推注时如有阻力，局部出现肿胀，表明针头部在血管内，应立即拔针重新穿刺。一般药液为0.2～2.0ml／kg，等渗药液可达10ml／kg。第四节动物的性别鉴定一般情况下，哺乳类动物性别依据动物的肛门与外生殖器(阴茎或阴道)之间的距离加以区分。雄性要比雌性的距离更长。大、小鼠雌雄动物肛门与外生殖器间距离第五节动物处死方法1、颈椎脱臼法：本法常用于小鼠的处死。左手拇指、食指用力向下按住鼠头，同时右手抓住鼠尾用力向后上方拉，将脊髓与脑髓拉断，鼠即死亡。2、断头法：用剪刀将鼠头剪断，由于脑髓与脊髓断离且大量出血，动物很快死亡。麻醉后的家兔也可采用此法。3、击打法：提起鼠尾，用力棒击头部，或用小木棰打击头部，鼠痉挛立即死亡。家兔也可采用此法。家兔等大动物常采用空气拴塞法、放血法、窒息法处死。也可用过量麻醉药注入法等方法处死动物。第二章动物血液的采集方法第一节大鼠、小鼠的血液采集方法一、眶静脉丛（窦）采血小鼠为眶静脉窦，大鼠为眶静脉丛。可先将动物侧眼向上固定体位，左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶静脉丛（窦）充血。右手持注射器或硬质毛细玻璃管，用采血管由眼内角在眼睑和眼球之间向喉头方向刺入。若为针头，其斜面先向眼球，刺入后再转180°角使斜面对着眼眶后界。刺入深度：小鼠约2mm～3mm，大鼠约4mm～5mm。然后将采血管保持水平位，稍加旋转并后退吸引。二、眶动脉和眶静脉取血常用摘眼球法从眶动脉和眶静脉取血，多用于小鼠。操作时，用左手抓住动物颈部皮肤，将动物轻压在实验台上，取稍侧卧位，左手拇食指尽量将动物眼周围皮肤往眼后压，使其眼球突出充血后，用弯头眼科镊迅速夹去眼球，并将鼠倒置，头向下，眼眶内很快流出血液。一般取血量约为小鼠体重4％～5％。三、尾静脉采血首先将动物尾巴置于45℃～50℃热水中，泡数分钟，也可用酒精或二甲苯反复擦拭，使尾部血管扩张，擦干，剪去尾尖（小鼠约1～2mm，大鼠5～l四、大血管采血大、小鼠可从颈动（静）脉、股动（静）脉等大血管采血。在这些部位取血均需麻醉后固定动物，然后作动（静）脉分离手术，使其暴露清楚后，用注射器沿大血管平行方向刺入，抽取所需血量。小鼠、大鼠还可以从腹主动脉采血。首先进行深麻醉，仰卧位固定，打开腹腔，将肠管推向一侧，然后用手指轻轻分开脊柱前的脂肪，暴露出腹主动脉。针头在向心端方向平行刺入，立即采血。大鼠和小鼠还可采用断头取血、心脏取血。第二节家兔、豚鼠的血液采集方法一、耳中央动脉采血兔耳中央有一条较粗、颜色较鲜红的中央动脉。采血时，用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉末端，沿着动脉平行的方向刺入动脉，刺入方向应朝向近心端。不要在近耳根部进针，因其耳根部组织较厚，血管游离，位置较深，不清晰，易刺透血管造成皮下出血。一般用6号针头采血。取血完毕后注意止血。此法一次可抽取10ml～15ml。二、耳缘静脉采血耳缘静脉采血多用于家兔等动物的中量采血，可反复采取。采血姿势与耳缘静脉注射给药相同。操作时，将兔固定于兔盒内或由助手固定，选静脉较粗、清晰的耳朵，拔去采血部位的被毛，消毒。为使血管扩张，可用手指轻弹或用二甲苯涂擦血管局部。用6号针头沿耳缘静脉远心端刺入血管。也可以用刀片在血管上切一小口，让血液自然流出即可。取血后，用棉球压迫止血。此法一次可采血5ml～10ml。三、心脏采血将兔仰卧固定，用左手触摸左侧第3～4肋间，选择心跳最明显处穿刺。一般由胸骨左缘外3mm处将注射针头插入第3～4肋间隙。当针头正确刺入心脏时，由于心搏的力量，血会自然进入注射器。采血中回血不好或动物躁动时应拔出注射器，重新确认后再次穿刺采血。经6天～7天后，可以重复进行心脏采血。豚鼠的心脏采血亦较常用。第三章动物实验手术基本操作技术切开根据实验要求确定手术切口的部位及大小。切开时先绷紧皮肤，将刀刃与皮肤垂直，用力要得当，一般将切开皮肤全层，切口整齐不偏斜。切开皮及皮下组织时，一定要求按解剖层次逐层切开，注意止血，避免损伤深层的重要组织器官。组织分离1、锐性分离：用刀、剪等锐性器械作直接切割的方法，该法用于皮肤、粘膜、各种组织的精细解剖和紧密粘连的分离。使用刀柄、止血钳、剥离器或手指等分离肌肉、筋膜间隙的疏松；结缔组织的方法。四、止血止血是手术操作中的重要环节。手术过程中止血完美与否，不仅直接影响手术部位的显露和手术操作，而且关系到手术后动物的安全、切口愈合的好坏以及是否造成并发症等。术中止血必须准确、迅速、可靠。术中止血方法有：1、压迫止血：手术中出血一般可先用无菌纱布或拧干的温热盐水纱布按压片刻，切勿用纱布擦拭，以减少组织损伤。2、钳夹止血：用止血钳与血流方向垂直夹住血管断端，停留一段时间后取下止血钳。3、结扎止血：出血点用纱布压迫蘸吸后，用止血钳夹住血管断端，再用丝线结扎止血。结扎时，先竖起止血钳，将结扎线绕过钳夹点之下。第四章动物尸检的方法动物尸检是动物实验中的一个重要方法，通过对实验动物进行病理解剖观察，可对实验结果进行判定，也可分析死亡原因等。具体尸检方法时，应首先复查动物编号、性别和实验分组，记录死亡或活杀时间、解剖时间。然后检查动物外形：年龄、胖瘦、毛色、皮肤出血情况，生殖器官病变情况等。在完成尸体外部检查之后，为了全面而系统地检查尸体内外所呈现的病理变化，需要采出脏器检查，而必须要按照一定的顺序进行。虽然各种动物大小不一，解剖结构不同，某些疾病的特殊要求，以及剖检者的习惯不同，剖检顺序有一定的灵活性，但常规脏器采出与检查一般遵循下列顺序：剥皮和皮下检查一腹腔的剖开和腹腔脏器的视查→胸腔的剖开和胸腔脏器的视查→腹腔脏器的采出→胸腔脏器的采出→口腔和颈部器官的采出→骨盆腔脏器的采出和检查→颅腔剖开和脑的采出与检查→鼻腔的剖开和检查→脊椎管的剖开和脊髓的采出与检查→肌肉和关节的检查→骨和骨髓的检查。第五章动物各种体液的采集方法一、尿液的采集方法1．代谢笼采集尿液将动物放在特制的笼内饲养，动物排便时，可通过笼子底部的大小便分离漏斗，将尿液与粪便分开，达到采集尿液的目的。2．输尿管插管采集尿液在动物输尿管内插一根塑料套管收集尿液。适用于兔、猫、犬等。3．膀胱手术插管采集尿液一般用于犬等较大动物。4．穿刺膀胱采集尿液二、胆汁、胰液、肠液的收集方法(—)胆汁的收集方法一般采取手术收集。以大鼠为例，手术前禁食16小时～18小时，饮2.5％葡萄糖盐水。将动物腹腔麻醉后，仰卧于实验台上，从背至腹中线去毛、消毒。自剑突下及腹中线做3cm～5cm的切口。肌肉钝性分离，切开腹膜，暴露腹腔，将肝脏向上翻起。在门静脉一侧，找出肝、胆总管。分离出胆总管，在胆总管靠近十二指肠的膨大后端剪开小切口，用剪成斜口的聚乙烯管尖端由此插入，一直向上插入至肝总管后，结扎固定，可收取胆汁。注意：若插管前端插在胆总管处，收集到的将是胆汁和胰液混合液。为准确起见，可在肝总管处剪切口插入。(二)胰液的收集方法大鼠的胰液收集麻醉大鼠，在固定板上仰卧固定。上腹部剑状突部位下作3cm左右腹正中切口，找出十二指肠和胃的交界处，用线在交界处穿线备用。然后找到胆总管。大鼠胰管很多，包括前大胰腺管、后大胰腺管，以及许多小胰腺管。大鼠的所有胰腺管均不直接开口于十二指肠而都开口于胆总管。因而胆总管是由肝总管和许多胰管一起汇合而成，并开口于十二指肠。肝总管由来自各肝叶的肝管汇集而成。在胆总管和十二指肠交界处，分离出胆总管，分离完毕，从胆总管下穿两根线，靠肠管的一根结扎，作为牵引线。用眼科剪在胆总管壁剪一小斜口，将制作好的胰液收集管插入小口内。插进后，可见黄色胆汁和胰液混合液流出，结扎并固定，此管供收集胰液用。然后顺着胆总管向上可找到肝总管，结扎。此时，在胰液收集管内可见有白色胰液流，(三)肠液的收集方法一般采用肠造瘘术收集肠液。第四篇实验讲义实验一大鼠、小鼠的实验基本操作练习1、练习动物的编号、雌雄的鉴别和处死方法。2、灌胃给予大、小鼠、豚鼠10%碳末混悬液，并熟练掌握之。3、静脉给予大、小鼠1%伊文氏蓝生理盐水溶液。实验二家兔血清转氨酶的测定【实验目的】学习和掌握家兔的取血方法、血清的制备方法，熟悉转氨酶的测定方法。【实验材料】722分光光度计、试管、吸量管、恒温水浴锅、家兔、注射器、1.0mol/L磷酸盐缓冲液（pH7.4）底物液、丙酮酸标准液、2，4－二硝基苯肼、0.4mol/LNaOH等。【原理】］血清谷丙转氨酶作用于丙氨酸及α－酮戊二酸，结果生成谷氨酸与丙酮液。丙酮酸与2，4－二硝基苯肼作用，生成二硝基苯腙，此物在碱性溶液中显红棕色，与经同样处理的标准丙酮酸比色，求得丙酮酸的生成量以表示酶的活性。【实验步骤】取家兔一只，耳缘静脉或心脏取血2～5ml，沿试管壁缓慢加入试管中，静止30分钟，3000转离心5分钟。用吸管吸取上层液血清，加入试管中，另取3支试管连同这支试管共4支试管，编号，按下表加试剂（ml）。标准管标准空白管测定管测定空白管丙酮酸标准液0.1———新鲜血清——0.10.1底物液（已在37℃保温过）0.50.50.51.0mol/L磷酸盐缓冲液—0.1——混匀各管，置于37℃保温30分钟，再按下表加入试剂：2，4－二硝基苯肼0.50.50.50.5底物液———0.5充分混匀，继续在原水浴中保温20分钟，取出，每管加入0.4mol/LNaOH5ml，混匀，静置10分钟后，用721型分光光度计比色，波长520nm，以蒸馏水校正零点，测定各管光密度。本法所规定的谷丙转氨酶活性单位的定义是：1ml血清于37℃先计算出0.1ml血清所产生的丙酮酸的μg数：再根据单位定义，换算为每ml血清内谷丙转氨酶活力单位。正常值：2—40单位／ml血清实验三剂量的计算和大鼠和小鼠的采血练习1、剂量的计算：已知戊巴比妥钠人用的口服催眠剂量为50～100mg/次，试计算大鼠、小鼠灌胃和肌肉注射的用量，然后以大、小鼠的适宜给药体积推算出应配置的给药浓度，并具体操作之。2、大鼠和小鼠的采血练习，眶静脉丛（窦）采血、眶动脉和眶静脉取血（摘眼球采血）、腹主动脉采血、断头采血等。实验四家兔血压的测定[实验目的]学习手术操作技术、实验动物的麻醉、血压的测定方法，观察传出神经药物对动物血压的影响。[实验材料]家兔、手术刀、手术剪、民用剪、眼科剪、止血钳、气管插管、动脉插管、动脉夹、静脉插管、压力换能器、电脑及记录装置、注射器、头皮静脉针、药棉、纱布、1%肝素溶液、生理盐水、20%乌拉坦溶液、0.002%盐酸肾上腺素溶液、0.001%盐酸异丙肾上腺素、0.5甲磺酸酚妥拉明、0.1%盐酸心得安、0.1%氯化乙酰胆碱、0.5%硫酸阿托品等。[实验方法]1.家兔一只，称重，找到耳缘静脉，插入与注射器相连的头皮静脉针头，用胶布固定。头皮静脉针头的另一端与大号的注射器连接，缓慢而连续的推注生理盐水或药物，以免堵塞针头。耳缘静脉注射20％乌拉坦溶液1.0～1.2g/kg，麻醉后，将其背位固定于手术台上。2、剪去颈部的毛，正中切开颈部皮肤，分离气管。在气管上作一个“T”形切口，插入气管插管，结扎固定。分离颈总动脉，在颈总动脉下穿两根线，用动脉夹夹住颈总动脉近心端，结扎颈总动脉远心端。耳静脉注射1％肝素溶液10mg/kg，体内抗凝。然后用注射器将1％的肝素溶液注入压力传感器头部的三通处，并将其内充满。插入与压力换能器相连的动脉插管，结扎固定，松开动脉夹。记录血压变化。3、打开电脑，点击桌面中BL—410图标，进入主菜单，再点击生理、药理实验项，选择血压的实验项目进行实验。先描记一段正常血压曲线，然后依次向与静脉插管相连的橡皮管内注射药物。每次给药后立即由滴定管放出生理盐水2ml,将药物冲入静脉，观察所引起的血压变化。待血压恢复原水平或平稳后，再给下一药物。观察拟肾上腺素药物和抗肾上腺素药物对血压的影响：盐酸肾上腺素3μg/kg(0.002%溶液0.15ml/kg)。盐酸异丙肾上腺素3μg/kg(0.002%溶液0.15ml/kg)。盐酸肾上腺素3μg/kg(0.002%溶液0.15ml/kg),酚妥拉明1mg/kg(1%溶液0.1ml/kg)。[注意事项]1、实验用家兔进行，因家兔的耐受性较差，且有些反应不很典型。2、实验中的剂量是按一般情况进行计算的，必要时可根据具体情况适当增减。实验五大白鼠肾上腺和小白鼠卵巢摘除术（一）大白鼠肾上腺摘除术[实验目的]学习肾上腺摘除的方法。[实验材料]大白鼠固定台、常用手术器械、乙醚、70％酒精、大白鼠[方法]1.用乙醚麻醉大白鼠，俯卧固定于手术台。2.用手术剪刀作背部正中皮肤切口，长约1.5cm。剪去腰背部及肋骨上下方的毛。3.牵动皮肤切口，暴露左侧肋骨下缘靠肋脊角处，将后腹壁剪开约0.5cm的切口，略将内脏上推，找到肾脏，在肾脏上方可见一粉黄色的肾上腺。4.用眼科镊将肾上腺摘出，注意不要弄破被膜，以保持腺体完整。如有出血以小棉球轻压止血。5.缝合肋下腹壁切口。6.将皮肤切口牵向右侧，按上述步骤摘除右侧肾上腺。7.缝合皮肤切口，为防止感染可在缝合前局部撒少量抗菌药粉。8.术后动物注意保温，并供给葡萄糖盐水饮用。（二）小白鼠卵巢摘除术［实验目的］学习大、小白鼠卵巢摘除方法。［实验材料］小白鼠固定台、常用手术器械、]乙醚、70％酒精、小白鼠［方法］1、用乙醚麻醉小白鼠，俯卧位固定于手术台。2、剪除腰背部毛，沿腰脊柱作一长1～1.5em的皮肤切口，然后向一侧牵开皮肤切口，通过薄膜的一层腰部肌层隐约可见有腹膜后脂肪组织，用剪刀在肌肉层开一小口，通过这一切口，将脂肪组织拉出，通常卵巢、输卵管和子宫角的上部同时被带出。3、在子宫上端与卵巢之间用线结扎，切除卵巢(小白鼠可不结扎)，把子宫送回原处，缝合皮肤。实验六离体蛙心实验[实验目的]学习斯氏离体蛙心灌注法，观察强心苷对离体蛙心收缩强度、频率和节律的影响。[实验材料]蛙或蟾蜍两只、蛙板、手术器械、探针、斯氏蛙心插管、蛙心夹、张力换能器、电脑及记录装置、双凹夹、张力换能器、长柄木夹、任氏液、低钙任氏液、毒毛花甙K溶液(0.25mg/ml)等。[实验方法]1、取蛙或蟾蜍1只，用探针破脑及脊髓，背位置于蛙板上。剪开胸部皮肤、肌肉及胸骨，打开胸腔，剪破心包膜，暴露心脏。2、在主动脉干下穿一根线，打好松结，备结扎插管用。在左动脉上剪一V型切口，插入盛有任氏液的蛙心插管，通过主动脉球转向左后方，同时用镊子轻提动脉球，向插管移动的方向拉，即可使插管尖端顺利进入心室。见到插管内的液面随着心搏而上下搏动后，将松结扎紧、固定，然后剪断两根动脉。持插管提起心脏，用线自静脉窦以把其余血管一起结扎，在结扎处下剪断血管使心脏离体。用滴管吸取插管内血液，并用任氏液连续换洗，直无血色，使插管内保留1.5ml左右的任氏液。3、用带有长线的蛙心夹住心尖，将长线与张力换能器相连。4、打开电脑，点击桌面中BL—410图标，进入主菜单，再点击生理、药理实验项，选择平滑肌的实验项目进行实验，在电脑上纪录心脏搏动情况。5、记录一段正常心博曲线后，依次换加以下药液。每加一种药液后，密切注意心脏收缩强度、心率等方面的变化。⑴换入低钙任氏液。⑵当心脏收缩显著减弱时，向插管内加入向插管内加入2.5%毒毛花甙K溶液0.05～0.1ml。然后换入任氏液，使心脏收缩恢复正常。[注意事项]在实验中以低钙任氏液灌注蛙心，使心脏的收缩减弱，可以提高心肌对药物的敏感性。实验七药物的抗惊厥作用㈠苯巴比妥对药物致惊法的抗惊厥作用[实验目的]观察苯巴比妥钠对药物性惊厥的对抗作用。[实验材料]鼠笼、电子天平、注射器、1%戊四氮溶液、0.5%苯巴比妥钠溶液，生理盐水、小白鼠等。[实验步骤]取小白鼠2只，称重，编号，甲鼠腹腔注射0.5%苯巴比妥钠溶液0.1ml/10g（0.5mg/10g）,乙鼠腹腔等容量的生理盐水作对照,10分钟后两鼠均皮下注射1%戊四氮溶液0.1ml/10g（1mg/10g）,观察两鼠出现惊厥(以后肢伸直为惊厥指标)的时间及程度有何不同。[结果]鼠号药物剂量（mg/kg）出现惊厥的时间（分）甲乙汇总全班的实验结果，并进行t检验。表2苯巴比妥对药物致惊法的抗惊厥作用（）组别药物剂量（mg/kg）动物数（n）出现惊厥的时间（min）P值生理盐水苯巴比妥钠[思考题]根据实验结果讨论苯巴比妥钠的抗惊厥作用。㈡苯巴比妥电刺激法的抗惊厥作用[实验目的]观察苯妥英钠和苯巴比妥对电惊厥的保护作用。[实验原理]以一强电流刺激小鼠头颅可引起全身强直性惊厥，药物预防强直性惊厥发生可初步推测该药有抗癫痫大发作的作用。[实验材料]小鼠、注射器、药理生理多用仪、0.5%苯妥英钠溶液、0.5%苯巴比妥溶液、生理盐水等。[实验方法]1、将药理生理多用仪的刺激方式旋钮置于“单次”位置，“A”频率置于“2Hz”，后面板上的开关拨向“工作”一边，电压调至140～160为宜(最大电压为170伏)。将输出线前端的两鳄鱼夹用生理盐水浸湿，分别夹在小鼠两耳上。接通电源，按下“启动”按钮，即可使小鼠产生前肢屈曲，后肢伸直的强直性惊厥。（如未产生强直惊厥，可将“频率”旋钮拨到“4Hz”试之，否则另换小鼠）。每实验小组选择3只典型强直惊厥小鼠，称重，标记。分别腹腔注射苯妥英钠0.75mg/10g(0.5%溶液0.15ml/10g)，苯巴比妥0.75mg/10g(0.5%溶液0.15ml/10g)及生理盐水0.15ml/10g。给药后40分钟，再以原电流强度给予刺激，观察并记录各鼠是否出现挣扎反应或强直惊厥。[报告要点]鼠号体重药物及剂量致休克电流通电后反应（g）g/kg给药前给药后实验完毕后，汇总全班的实验结果，并进行χ2检验。组别药物剂量（mg/kg）动物数（n）出现惊厥的动物数（n）P值生理盐水苯巴比妥钠[注意事项]1、夹住两鼠耳的鳄鱼夹严防短路，以免损坏仪器。2、引起惊厥的刺激电流参数因动物的个体而异，本实验中设定4Hz和8Hz两档，不宜过大，；以免引起死亡。3动物惊厥可分为潜伏期、僵直屈曲期、后肢伸直期、阵挛期以及恢复期五个期。[思考题]比较两种抗惊厥的实验方法。通过实验比较苯巴比妥和苯妥英钠的异同。实验八药物的镇痛作用㈠化学刺激法观察药物的镇痛作用[实验目的]观察杜冷丁、颅通定的镇痛效果，掌握扭体法镇痛实验方法；学习质反应的χ2检验方法。[实验材料]1ml注射器、鼠笼、天平、秒表。[药品]0.2%杜冷丁生理盐水溶液、0.2%颅通定生理盐水溶液、0.05%酒石酸锑钾溶液（或0.4%醋酸溶液）。[动物]昆明种小白鼠（体重18～22克，雌雄兼用）。[实验方法及步骤]取小鼠3只，随机分为三组，每组10只。分别按0.1ml/10g腹腔注射给药，甲鼠注射0.2%杜冷丁生理盐水溶液；乙鼠腹腔注射颅通定生理盐水溶液；丙鼠注射等容量的生理盐水作对照。给药30分钟后，每鼠均腹腔注射0.05%酒石酸锑钾0.3ml/只，观察注射致痛剂10分钟内产生扭体反应的动物数。（扭体反应的标志：伸展后肢，腹部收缩内凹，同时肢体扭曲，抬臀竖尾）。[结果]汇总全班的实验结果，并进行χ2检验；同时将所测的痛阈值代入下列公式计算：药物镇痛百分率＝给药组无扭体动物数—对照组无扭体动物数×100%对照组扭体反应动物数药物对小鼠的镇痛作用（表1）剂量给药后反应鼠号药物（）甲生理盐水乙杜冷丁丙颅通定药物对小鼠的镇痛作用（表2）组别剂量动物数扭体动物数P值生理盐水组杜冷丁组颅通定组㈡用热板法观察药物的镇痛作用[实验目的]用热板法观察镇痛药物的镇痛效应，学习量反应的t检验方法。[实验材料]1ml注射器、鼠笼、天平、水浴锅、烧杯、秒表、0.2%杜冷丁生理盐水溶液、0.2%颅通定生理盐水溶液、雌性小白鼠。[实验步骤]1、准备工作于电热恒温水浴锅内适量水，接通电源使之加热。水浴上部放置一大烧杯，使之恒定于55±0.5℃2、小鼠的选择及正常痛阈值的测定取18～22g雌性小鼠数只，依次放入烧杯内，立即用秒表记录时间。自放入烧杯至出现舔后足所需的时间（秒）作为该鼠的痛阈值。凡在30秒内不舔足或逃避者弃置不用。将筛选合格的小鼠6只，随机分为三组，各鼠编号重复测其正常痛阈值一次，将所测两次正常痛阈平均值作为该鼠给药前痛阈值。3、给药及给药后痛阈值测定分别按0.1ml/10g腹腔注射给药，甲组注射0.2%杜冷丁生理盐水溶液；乙组腹腔注射颅通定生理盐水溶液；丙组注射等容量的生理盐水作对照。给药10、30分钟后各测小鼠痛阈值两次。若放入烧杯内60秒钟仍无反应，应将小鼠取出，痛阈值以60秒计。4、实验完毕后，汇总全班的实验结果，并进行t检验；同时将所测的痛阈值代入下列公式计算：镇痛提高百分率(%)=×100%[结果]药物对小鼠的镇痛作用剂量动物数给药前平均痛阈值给药后平均痛阈值（秒）痛阈提高（%）组别（）（）（秒）10分钟30分钟10分钟30分钟生理盐水组杜冷丁组颅通定组[思考题]比较两种镇痛的实验方法。根据实验结果讨论镇痛药的镇痛作用。实验九奎尼丁对实验性心律失常的影响[实验目的]学习并掌握乌头碱诱发实验性心律失常的方法，观察奎尼丁的抗心律失常作用。[实验材料]大鼠、0.4%戊巴比妥钠、0.004%乌头碱、20%乌拉坦溶液、0.5%奎尼丁、生理盐水、电子天平、电脑及软件、手术器械等。[实验步骤]1、取大白鼠一只，称重，腹腔注射乌拉坦溶液1g/kg麻醉。然后背位固定在手术台上。2、打开电脑，点击桌面上的BL—410图标，选择做心电图的实验内容，将于电脑主机相连的针状电极插入大鼠四肢皮下，做好描记心电图的准备。3、找到股静脉，插入与注射器相连的头皮静脉注射针头，缓慢推注生理盐水，以备给药。4、描记一段正常心电图后，股静脉注射乌头碱30～50μg/kg，3～5秒内注射完毕，再推注生理盐水0.5ml/100g，密切观察并记录心电图的变化，以室早或室速为观察指标，记录注射乌头碱后到第一个室早或室速的间隔时间，直至20分钟时停止。5、另取一只大白鼠，用乌拉坦麻醉，腹腔注射奎尼丁50mg/kg（1ml/100g），20分钟后同前所述股静脉注射乌头碱30～50μg/kg，观察并记录心电图的变化，注意观察奎尼丁对心律失常的影响，比较心律失常出现的时间。[注意事项]静脉给药后应立即推注一定量的生理盐水,以保证药物充分发挥作用。如果股静脉注射没有成功，可采用舌下静脉或颈静脉给药。注射器即针头不可混用。乌头碱和奎