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《动物生理学实验》备课笔记王爱民杨文平二O一二年秋学期

实验室规则及安全、卫生教育实验课是提高教学质量的重要环节。通过实验巩固理论知识,训练基本操作,培养独立工作的能力,为了保证实验顺利进行,实验前应注意以下几点:1、每次实验前必须详细预习实验讲义,明确实验原理及操作步骤,并在记录本上拟出简单的实验步骤、使用方法及操作时的注意事项。2、实验时自觉遵守课堂纪律,严格按操作规程操作,既要独立操作又要与其他同学配合。3、实验时应严格按照实验步骤及试剂用量进行操作,不能任意变更。不熟悉的仪器和设备,应先请老师讲解后使用,切勿随意乱动。4、实验进行时,必须随时把观察得到的现象和实验数据,如实地记录在记录本上,不得记录在其他纸上,要养成作原始记录的良好习惯。5、实验时如有问题发生,应首先用自己学过的知识,独立思考加以解决,培养独立分析问题和解决问题的能力,如自己不能解决,可与指导老师共同讨论研究,提出解决问题的办法。6、精心爱护各种仪器。实验所需的一般仪器按规定借领,归还。完成实验后应将仪器洗净倒置于实验柜中并排列整齐。如有损坏或遗失,需要说明原因,经指导教师签名后方可补领,并按规定赔偿。7、精密贵重仪器每次使用后应登记姓名并记录仪器使用情况。要随时保持仪器的清洁。如发生故障,应立即停止使用并报告指导教师。8、验中所用得玻璃仪器及其它器皿,应洗涤干净,桌面、地面要保持清洁有序,实验完毕后,所用仪器设备应恢复原状。9、必须遵守实验室规则:(1)室内不得高声谈笑,保持安静的实验环境。(2)爱护仪器,不得浪费药品,节省水电,遵守学生守则及实验室安全、卫生等制度。(3)公用仪器及试剂瓶用完后应及不要移动原有的位置。注意瓶塞切勿盖错,以免污染试剂,用毕后立即放回原处。对于有害药品,应按实验室规定取用。(4)滤纸、火柴棒、碎玻璃等应投入废品袋,切勿丢入水池,以保证下水道畅通。(5)如用仪器有损坏,立即向指导老师报告,再行登记。(6)保持实验室的整齐清洁,个人所带与实验无关的东西,如书包等要放在实验室指定地方,不得乱放在实验桌上。(7)由学生轮流值日,值日生要负责当天实验室的卫生、安全和服务性的工作,特别注意打扫水槽中废弃物。(8)最后一组实验人员,离开实验室时,检查水、电、门、窗是否关闭,以保证实验室安全。(9)如有突发事件(起火、试剂腐蚀伤人)发生,不要惊慌失措,应妥善处置(使用灭火机、关闭电源等)。实验一异育银鲫的室内饲养试验目的与要求:通过本试验,使学生掌握室内鱼类饲养的方式,掌握一些基本的饲养技术,了解鱼的生长特性。材料与工具:实验材料:异育银鲫40克。工具:静水饲养系统,解剖盘、解剖器材。实验内容:室内饲养方式掌握静水饲养的方式和方法。饲养技术饲养时间:2012年11月26日—12月8日,每天三次,早上:6:30—7:30,中午:12:30—1:30,下午:6:00—7:00。每组三个学生,轮流饲养。记录:投饲量,采食情况,室温,水温,残饵及排污等。作业:阐述流水和静水饲养体系的组成及工作原理;分析影响鱼摄食的因素;浅谈参加饲养试验的感想。实验二异育银鲫的解剖与肠道排空速度的测定目的原理:通过本实验了解鱼内脏的组成,掌握解剖鱼的方法和肠道排空速度的测定方法。排空速度:指单位时间内,肠道内食糜移动的距离。本实验指相对排空速度,单位时间,肠道排空部分肠道的长度占整个肠道长度百分比。操作:停饲后每8小时测定一次,测定肠道长度,前面排空肠道的长度,计算排空速度。实验材料与工具:材料:异(50克);工具:流水与静水饲养系统,解剖盘,解剖器材,直尺等。实验内容:鱼的解剖与内脏的观察掌握鱼的解剖方法,了解鱼内脏的组成(消化、呼吸、血液、排泄等)。测定并计算肠体比,肝体比肠体比:指鱼的肠长与体长的比例,分别测定肠长,体长(吻端到侧线鳞最后一个鳞片的末端)。肝体比:鱼体的肝胰脏的重量与体重的百分比,用电子天平对肝胰脏和体重称重,计算百分比。食糜排空速度的测定早上6:30投喂饲料(喂饱),上午8:30,下午:2:30,晚上:8:00,次日上8:30,下午:2:30,晚上:8:00分别取2尾鱼测定肠道长度,空肠长度、食糜长度,从而计算肠道绝对排空速度和相对排空速度。作业:计算肠体比、肝体比;计算绝对消化速度和相对消化速度;分析影响鱼体肠道食糜排空速度的因素。实验三血液的组成与红细胞计数目的原理通过本实验了解血液的组成;了解血细胞计数的原理并掌握红细胞计数的方法,红细胞计数结果结合血红蛋白值还可以计算出红细胞平均血红蛋白量(MCH)可作为生理机能检查和临床诊断的指标。用相应的稀释液将血液稀释若干倍(另有抗凝、固定、着色作用),置于计数室中,在显微镜下计数一定容积内的血细胞数。实验对象与用品鱼、注射器、烧杯、离心机、血细胞计数板、盖玻片、吸血管、显微镜、血细胞稀释液、拭镜纸、玻璃棒、酒精、蒸馏水、氯化钠,乙醚。方法步骤一、血液组成。1.采鱼心血,混抗凝剂后用注射器徐徐注入离心试管,3000r/min离心30min。取出,读取血细胞柱刻度;再次离心5min,若刻度不变,即为血细胞压积值(比容)。2.观察比容管中血液,上层为血浆,下层为红细胞,中间一白色薄层为白细胞和血小板。3.取新鲜血置试管中,静置片刻。可见浑浊的血变为一条血凝块,周围有清亮的血清(血液凝固析出的淡黄色透明液体)析出。为加速此过程,可先离心几分钟或略加温。4.取新鲜血置小烧杯中,立即用小竹刷搅动。取出竹刷,用自来水冲洗,可见上面缠绕的白色有韧性的纤维蛋白。脱纤维蛋白血不再凝固。二、红细胞计数1.熟悉计数室血细胞计数板系一长方形厚玻片,常用的改良牛氏(Improved-Neubauer)计数板在中央横沟的两边各有一计数室,两计数室结构完全相同。计数室较两边的盖玻片支柱低0.1毫米。因此,放上盖玻片时,计数板与其间距即计数室空间的高为0.1毫米(图8-1)。在低倍显微镜下可见计数室被双线划分成9个边长为1毫米的大方格。四角的大方格又各分为16个中方格,这是用来计数白细胞的。中央大方格被划分为25个中方格,每一中方格又划分成16个小方格(图8-2称25×16,也有的计数板为16×25的,小方格面积一致)。中央大方格的四角及中心5个中方格(16×25者则为四角上的中方格)为红细胞或血小板计数范围。2.红细胞计数2.1检查血细胞计数室及吸血管是否清洁。计数室用自来水和蒸馏水清洗,然后以丝绸轻轻拭净,切不可用酒精和乙醚清洗;2.2血液稀释正确吸取血细胞稀释液4毫升置于小试管中,用吸血管吸取20微升血液;2.3先在低倍显微镜下熟悉计数室的结构。2.4在计数室上加盖盖玻片,用吸血管吸取稀释血液,弃取1-2滴,然后沿盖玻片边缘滴入,让其自然流入计数室,静置三分钟即可计数;2.5计数方法与原则:计数时采用对角线法或选择法,对压线的红细胞依据:数上不数下,查左不查右,顺序如弓“的原则,分别计算四角及中央方格内的红细胞数求和;2.6计算公式:x*5*10*200*1062.7计数完毕后,按照2.1方法清洗所有的仪器。要求与思考题1.血浆与血清有哪些区别?2.鱼类采血的方法有哪些?3.分析影响计数准确性的可能因素。实验四血红蛋白的测定

目的掌握用直接测定法和比色法测定动物的血红蛋白的含量。1、沙利氏比色法(1)测定原理:血液加入稀盐酸后,血红蛋白转化成不易变色的棕色的高铁血红蛋白,可与标准比色板进行比色,从而测得血红蛋白含量。(2)实验对象与用品:鱼或蛙。沙利氏血红蛋白计、酒精棉球、0.1mol/L盐酸、蒸馏水等。(3)实验步骤=1\*GB3①.先检查血红蛋白计(图7-1)的测定管和吸血管是否清洁,如不清洁则依次用自来水、蒸馏水(3次)、95%酒精(2次)和乙醚(1~2次)清洗。=2\*GB3②.将0.1mol/L盐酸加入测定管中至刻度“2”或“10%”处。=3\*GB3③.用酒精棉球消毒采血部位,以采血针采血,用吸血管插入流出的血滴深处,吸血至刻度20微升处,拭净外壁,将血液立即吹入测定管的盐酸中。反复吸吹,使吸血管中血液全部进入盐酸液中(避免起气泡)。混匀,10min后,逐滴加入蒸馏水使液体颜色变浅,边加边混匀并与标准比色板比较,至二者颜色相同止。=4\*GB3④.读出测定管内液体凹面最低处的刻度,即为每100mL血液中血红蛋白的克数。另一方面刻度表示百分率,可参照血红蛋白计的说明换成克数以核对读数。注意事项加水稀释不可过急,如液体颜色比比色板为淡则需倒掉重做。2、氰化高铁法(XK-2血红蛋白仪)(1)实验原理:血液在血红蛋白转化液中溶血后除SHb(硫化血红蛋白)外各种Hb均被高铁氰化钾氧化成高铁血红蛋白,再与CN-结合生成稳定的棕红色氰化高铁血红蛋白(HiCN)。(2)实验器材XK-2血红蛋白仪、抗凝剂、移液管、试管、烧杯、蒸馏水、(3)实验步骤仪器调试=1\*GB3①将仪器后面板上电源开关打开,此时数字屏应有数字显示。=2\*GB3②将选择琴键抬起处于测试档。=3\*GB3③将装有蒸馏水的试管套在采样管上,管口需插到液体底部为止,(如插不到底,易吸入气泡),按一下进样键,指示灯亮,采样泵吸入蒸馏水,待指示灯熄灭后,取走试管,将仪器预热30分钟。=4\*GB3④调零:仪器预热30分钟后,吸入氰化高铁稀释液,然后缓慢旋转“调零旋钮”,使显示数值为“000”。=5\*GB3⑤利用“模拟定标”校正仪器:以后使用时,仪器不必用标准液校正,只需要用“模拟定标”校正,即把“选择琴键”按下处于“定标”档,仪器显示值应与上次存贮于仪器中的“模拟定标”数值一致,若有偏差,微调前面板校正钮使数值一致,仪器校正结束,抬起选择琴键处于“测试”档,仪器即可进行样品测定。样品测定取全血20ul,加5ml的氰化高铁稀释液,充分混合,静置5分钟后吸入仪器测定待蠕动泵停止工作,显示数字稳定后,显示屏上的数字即为测定值(g/L)。思考题盐酸量的多少及作用时间长短对结果会产生什么影响?为什么?比较血红蛋白两种测定方法的利弊。实验五 动物心电图、心音听诊及血压测定目的:初步了解心电图的描记方法及人的正常心电图,理解其向量特性。了解人正常的心音特点,识别第一和第二心音,了解间接法测量动脉血压的方法。原理:心肌在兴奋时先发生电位变化。这些电位变化可通过心肌周围的组织和体液等容积导体传导到体表。将测量电极放在体表规定的两点即可记录心脏电活动所致的综合性电位变化。该电位变化的曲线称为心电图。心电图反映了心脏正常机能活动,也是临床常用的一种诊断方法。在每一心动周期中,由于心房和心室规律性的舒缩、心瓣膜的启闭和心脏射血及血液充盈等因素引起的振动经组织传至胸壁。将听诊器置于一定部位,即可在每一心动周期中听到两个心音,第一和二心音。第一心音是有房室瓣关闭和心室肌收缩振动产生,音调较低,历时较长,声音较响,其响度和性质变化常反应心室肌收缩的强弱和房室瓣的机能状态。第二心音是由半月膜关闭产生的振动所致,音调较高,历时较短,声音较脆,是心室舒张的标志。心音在诊察心脏瓣膜功能方面有重要意义。动脉血压是血管内流动的血液对血管壁构成的侧压力。是重要的生命体征。本实验采用Korotkoff听诊法测量肱动脉血压。原理见图10-4。实验对象与用品人,蛙或蟾蜍。酒精棉球、导电糊、二道生理仪和心电引导线(或心电图机),任氏液。听诊器、水银柱式或弹簧表式血压计。方法步骤(一)人心电图的描记心电图机常用的有热笔描记式或阴极示波显示式两种。本实验用二道生理仪引导描记。受试者脱去鞋袜,用酒精棉球擦洗手脚引导部位(去脂层),静坐于木凳上,双手双脚分开。二道仪良好接地,选择适当参数,心电引导线红线(正输入)置左脚趾间,右手持绿线(负输出),黑线(地线)置右脚趾间,此为Einthoven标准Ⅱ导联(心电图波形的大小与导联轴的方向有关,与心脏的舒缩活动无直接关系),幅度较大,常用。为使导电良好,可将渗透10%NaCl的棉花置鳄鱼夹与皮肤间。导线接妥后,接通电路开始描记。还可转换成标准Ⅰ、Ⅲ导联描记,红绿线分别接右、左手和左足、左手,黑线位置不变。(二)蛙心电图的描记1.在体心电图描记对蛙行双刺毁(毁脑和脊髓),用大头针将其仰卧位固定在蛙板上,打开胸腔,暴露心脏。仿照人,将心电引导线的三个鳄鱼夹夹在不同肢体的大头针上,描记出标准Ⅱ导联的心电图。用小镊子夹住主动脉干,连同静脉窦一同快速剪下心脏,并将蛙心放入盛有任氏液的培养皿中,观察此时显示器上波形有何变化。将培养皿中的心脏重新放回蛙心胸腔原来的位置,,观察显示器上波形有何变化;将心脏放倒(心尖朝上),观察波形有何变化。2.离体心电图描记用培养皿盛一些任氏液,将心电引导线的三个鳄鱼夹夹在培养皿边缘的不同位置,并与任氏液相接触(图10-1a)。将蛙心放入培养皿中部,观察显示器波形;改变蛙心的朝向和与不同鳄鱼夹的距离(蛙心任意放入培养皿中),观察二道仪上描记出的曲线的变化。(三)人心音听诊参照图10-2,用听诊器在胸壁的不同位置听取心音。体会其声调高低、时间长短、节律是否均匀以及是否有杂音等。正常心脏共有4个心音。多数情况下只能听到第一心音和第二心音。在某些健康儿童和青年人有时(如剧烈运动后)可听到第三心音。第四心音单凭听诊很难发现,常可借助仪器记录到。按左房室瓣听诊区—主动脉瓣听诊区—肺动脉瓣听诊区—右房室瓣听诊区的顺序仔细听取心音。(四)动脉血压的间接法测量参照血压计使用说明书。随着汞柱缓慢下降,听诊器中声音从无突然出现,或触诊桡动脉出现脉搏时的血压计刻度为收缩压;继续时,听诊器中声音由弱到强,突然变弱或消失时的刻度为舒张压。血压计使用说明:把血压计放在桌子上,使血压计的“0”点,与病人的心脏在同一个平面上。

把血压计的袖带缠在病人的上臂部。袖带的下缘要距肘窝2~3厘米,不要过紧,也不要过松。

戴好听诊器,用手在病人的肘窝部摸到肱动脉的搏动,然后把听诊器放在上面,这个时候就能听见动脉跳动的“咚咚”声。

闭紧打气球,向袖带内打气,压力加到肱动脉搏动的声音听不见并再长30mmHg,再慢慢放开气门(以恒定速率,2-6mm/秒),减少压力,并注意水银柱所指的刻度,直到听见第一声搏动。此时水银柱所指的刻度,就是收缩压。

压力继续轻减,直到动脉搏动的声音逐渐增加至突然变软变弱时,这时所指的刻度为舒张压(注意并非是搏动的声音完全消失)。

要求与思考题结合教材内容识读记录出的心电图及各波、段的含义。所测得的收缩压和舒张压分别是多少?血压是否正常?注意事项1.二道生理仪系精密仪器,需由教师演示,使用时要确实接好地线。如有杂波干扰,必须排除故障后才能使用。2.室内保持安静,以利听诊。3.血压测量时,受试者必须静坐,上臂与心脏水平。发现血压超出正常范围时,应让被测者休息10min后复测。实验六蛙坐骨神经-腓肠肌标本制备目的原理蛙类的一些基本生命活动和生理功能与温血动物相似,其离体组织所需的生活条件比较简单,容易维持良好的机能状态。因此蛙类的神经-肌肉标本常用以观察研究兴奋性、兴奋过程、刺激反应的一些规律,以及骨骼肌的收缩特点等。实验对象与用品蛙或蟾蜍。蛙类手术器械,林格氏液(原称任氏液),二道仪。方法步骤(一)标本制备1.破坏脑脊髓:左手持蛙,用食指下压吻端,拇指按压背部,使蛙头前俯;右手食指沿两鼓膜正中向后触摸,触及一凹陷处,即枕骨大孔。用蛙针由凹陷处垂直刺入枕骨大孔,再向前伸入颅腔,捣毁脑;向后插入椎管,捣毁脊髓。或把铁剪刀插入口裂,沿两眼后缘剪去头,再以蛙针捣毁脊髓。待蛙四肢肌肉紧张性完全消失,即表示脑和脊髓已破坏完全。2.剪除躯干上部及内脏:在腋部用铁剪刀剪断脊柱,将头、前肢和内脏一并弃去,仅保存一段脊柱和后肢。脊柱的两旁可见坐骨神经丛。3.剥皮:先剪去肛门周围皮肤,然后用左手捏住脊柱断端,右手捏住断端边缘皮肤,向下剥掉全部后肢皮肤。标本放入盛有林格液的小烧杯中,将手及用过的器械、蛙板洗净,以免皮肤分泌物污染神经-肌肉标本。若标本系电生理实验用则禁止撕皮,需用剪刀剪断皮下结缔组织来分离皮肤。4.分离标本为两部分:沿脊柱正中线将标本均匀地分成左右两半,分别作进一步剥制。5.游离坐骨神经:用大头针将蛙下半身俯位固定在蛙板上,用玻璃分针在半膜肌和股二头肌之间分离出坐骨神经。注意分离时要仔细用剪刀剪断坐骨神经的分支,勿伤神经干,前面分离至脊柱坐骨神经丛基部,向下分离至膝关节。保留与坐骨神经相连的一小块脊柱,将分离出来的坐骨神经搭于腓肠肌上,去除膝关节周围以上的全部大腿肌肉,用铁剪刀刮净股骨上附着的肌肉,保留下半段股骨。6.分离腓肠肌:在跟腱上扎牢一线,提起结线,剪断结扎线外的跟腱,游离腓肠肌至膝关节处,将膝关节以下小腿其余部分全部剪去。至此,标本制成(图2-1)。7.标本的检验:将标本置于蛙板上,用锌铜弓(或电子刺激器)刺激坐骨神经,若腓肠肌收缩表明标本的兴奋性良好。将标本放入林格液中待用。(二)实验项目1.阈刺激:固定单个刺激的时间(即波宽),从小到大调节单个电刺激的强度(即电压),找到一个阈强度;改变为另一个波宽,再同样找出另一个阈强度,体会单个阈刺激中时间与强度的关系。2.最大刺激:从阈刺激开始,逐渐增大单刺激强度,观察二道仪上描出的肌肉收缩曲线的幅度,找出幅度开始不再增大时的最大刺激。3.骨骼肌的单收缩:用较快的走纸速度(50mm/s以上)记录肌肉一次收缩的全过程,结合时标或音叉标记的时间,分析其潜伏期、收缩期、舒张期的长短。4.骨骼肌收缩的总和:给予坐骨神经相继的两个阈上刺激,观察逐步缩短刺激间隔时,描记出的收缩曲线变化,体会骨骼肌兴奋性的变化。5.骨骼肌的强直收缩:给予坐骨神经以连续电刺激,频率由低到高(1~20Hz以上),观察不完全、完全强直收缩曲线,并找出临界融合频率。注意事项1.制备标本过程中,应随时用林格液润湿神经和肌肉,防止干燥。2.游离神经时,切勿用玻璃分针逆向剥离,以防损伤神经干,又要避免金属器械对神经的不必要触碰。3.避免蟾蜍皮肤分泌物和血液等污染标本,也不能用水冲洗标本。4.有时标本兴奋性过高,可放置20min待其稳定后再用于以下实验。必要时可接地予以分流。组织建议本实验为学生第一次动手,又是基本操作,应由教师分两大组先做演示,再给学生每两人一只蛙,制备标本。本次实验成绩可以标本检验结果来定。然后从中选取最好的分组进行阈刺激等示教。有时因室温过高等原因,标本兴奋性降低过快,可改用整个后半躯示教。

思考题坐骨神经的功能如何检验制作的坐骨神经-腓肠肌标本。实验七脊髓反射的基本特征和反射弧的分析[实验目的]

1.通过对脊蛙的屈肌反射的分析,探讨反射弧的完整性与反射活动的关系;

2.学习掌握反射时的测定方法;

3.以蛙的屈肌反射为指标,观察脊髓反射中枢活动的某些基本特征,并分析它们产生可能的神经机制。

[实验原理]

在中枢神经系统的参与下,机体对刺激所产生的适应反应过程称为反射。较复杂的反射需要由中枢神经系统较高级的部位整合才能完成,较简单的反射只需通过中枢神经系统较低级的部位就能完成。将动物的高位中枢切除,仅保留脊髓的动物称为脊动物。此时动物产生的各种反射活动为单纯的脊髓反射。由于脊髓已失去了高级中枢的正常调控,所以反射活动比较简单,便于观察和分析反射过程的某些特征。

反射活动的结构基础是反射弧。典型的反射弧由感受器、传入神经、神经中枢、传出神经和效应器五个部分组成。引起反射的首要条件是反射弧必须保持完整性。反射弧任何一个环节的解剖结构或生理完整性一旦受到破坏,反射活动就无法实现。

完成一个反射所需要的时间称为反射时。反射时除与刺激强度有关外,反射时的长短与反射弧在中枢交换神经元的多少及有无中枢抑制存在有关。由于中间神经元连结的方式不同,反射活动的范围和持续时间,反射形成难易程度都不一样。

[实验对象与实验药品]

蟾蜍或蛙。硫酸溶液(0.1%、0.3%、0.5%、1%)

[仪器与器材]

蛙类手术器械、铁支柱、玻璃平皿、烧杯(500ml或搪瓷杯)、小滤纸(约1cm×1cm)、纱布、秒表、双输出刺激器(一台)、通用电极(两个)。

[实验方法与步骡]

1.标本制备

取一只蟾蜍,用粗剪刀由两侧口裂剪去上方头颅,制成脊蟾蜍。将动物俯卧位固定在蛙板上,于右侧大腿背部纵行剪开皮肤,在股二头肌和半膜肌之间的沟内找到坐骨神经干,在神经干下穿一条细线备用。将脊蟾蜍悬挂在铁支柱上(图12.1-1)。

2.实验项目

(1)脊髓反射的基本特征:

①骚扒反射

将浸有1%硫酸溶液的小滤纸片贴在蟾蜍的下腹部,可见四肢向此处骚扒。之后将蟾蜍浸入盛有清水的大烧杯中,洗掉硫酸滤纸片。

②反射时的测定:

在平皿内盛适量的0.1%硫酸溶液,将蟾蜍一侧后肢的一个脚趾浸入硫酸溶液中,同时按动秒表开始记录时间,当屈肌反射一出现立刻停止记时,并立即将该足趾浸入大烧杯水中浸洗数次,然后用纱布擦干。此时秒表所示时间为从刺激开始到反射出现所经历的时间,称为反射时。用上述方法重复三次,注意每次浸入趾尖的深度要一致,相邻两次实验间隔至少要2~3s。三次所测时间的平均值即为此反射的反射时。

③按步骤②所述方法依次测定0.3%、0.5%、1%硫酸刺激所引起的屈肌反射的反射时。比较四种浓度的硫酸所测得的反射时是否相同。

(2)反射弧的分析

①分别将左右后肢趾尖浸入盛有1%硫酸的平皿内(深入的范围一致),双后肢是否都有反应?实验完后,将动物浸于盛有清水的烧杯内洗掉滤纸片和硫酸,用纱布擦干皮肤。

②在左后肢趾关节上作一个环形皮肤切口,将切口以下的皮肤全部剥除(趾尖皮肤一定要剥除干净),再用1%硫酸溶液浸泡该趾尖,观察该侧后肢的反应。实验完后,将动物浸于盛有清水的烧杯内洗掉滤纸片和硫酸,用纱布擦干皮肤。

③提起穿在右侧坐骨神经上的线,将右侧坐骨神经剪断,用1%硫酸溶液浸泡右侧趾尖,观察该后肢有何反应?后将动物浸于盛有清水的烧杯内洗掉滤纸片和硫酸,用纱布擦干皮肤。

[注意事项]

1.制备脊蛙时,颅脑离断的部位要适当,太高因保留部分脑组织而可能出现自主活动,太低又可能影响反射的产生。

2.用硫酸溶液或浸有硫酸的纸片处理蛙的皮肤后,应迅速用自来水清洗,以清除皮肤上残存的硫酸,并用纱布擦干,以保护皮肤并防止冲淡硫酸溶液。[可能出现的问题与解释]

在测反射时时,有可能出现H2SO4的浓度低,反而反射时短。

(1)随着实验进程,标本产生了适应性,反应灵敏性下降,因此浓度增加,反射时有可能增加。

(2)标本本身兴奋性就很低。

[实验结果]

1.描述各项实验结果,探讨形成的机制。

2.说出有反射活动时的反射弧的组成。

[思考题]

1.简述反射时与刺激强度之间的关系。

2.右侧坐骨神经被剪断后,动物的反射活动发生了什么变化?这是损伤了反射弧的哪一部分?

3.剥去趾关节以下皮肤后,不再出现原有的反射活动,为什么?

实验八生理实验设计

本课目的在于使学生通过对实验命题的设计,熟悉进行实验验证所必需的基本要求与一般程序。一、生理学实验设计基本原则1.设立对照组或对照实验。可用同一个体实验前后对照,也可以同一群体随机分成对照组和实验组;对照组与实验组除欲检验的某一种因素不同外,所有其它条件都应相同。2.实验中欲检验因素本身条件必须前后一致(例如实验所用的刺激强度、药物的剂量、剂型、批号等),若随意改变,可能会有未受控制的因素干扰实验结果。从而造成“假象”和分析实验结果上的困难。3.要注意观察实验的全过程。从每一次未引进欲检因素之前的基础机能水平,一直观察到加入(或撤除)欲检因素之后产生变化的终结(或恢复到正常),都不能中止观察(对于缓慢的变化可以作定时的或有规律的观察、记录)。特别要注意实验中的变化时程。要精确记录引入欲检因素的时间、出现变化的时间以及恢复到正常水平的时间。4.注意实验的可重复性。避免因偶然事件导致的错误结论。5.要有明确的效果判定标准。实验结果有无

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