实验动物技术

实验动物技术第一页，共九十七页，2022年，8月28日动物实验（AnimalExperiment）：以实验动物为实验材料，采用人为的处理方法和手段，观察动物的反应、形态和机能方面的变化及其发展规律，在此基础上做出进一步的分析和判断，得出结论。

第二页，共九十七页，2022年，8月28日动物实验按机体水平的不同可分为整体实验和离体实验两种还可进一步具体地分为亚细胞、细胞、组织、器官，整体动物和无损伤动物等水平的实验。按时间长短可分为急性实验（2天内）、亚急性实验（1～4周）和慢性实验（2～6个月或更长时间甚至整个动物生命期）。第三页，共九十七页，2022年，8月28日动物实验的优点：1、可以严格控制实验条件2、实验周期短3、可以替代临床不宜进行的实验4、可以获得大量的实验样本和可靠的实验材料第四页，共九十七页，2022年，8月28日动物实验的缺点：1、动物实验的结果只能作为对照和参2、在发病原因上人类疾病和动物模型不尽相同3、动物处于麻醉状态时接受的处理因素的反应与人不一致4、离体实验与在体实验结果有一定差异5、人类有些疾病还无法用动物实验进行研究

第五页，共九十七页，2022年，8月28日动物实验的发展趋势：一、使用动物的数量不断下降二、使用动物的质量在不断提高三、使用动物的种系在不断提高四、动物实验模型走向商品化五、动物替代物和替代方法不断应用第六页，共九十七页，2022年，8月28日第一节动物实验前的准备理论准备：1、了解有关实验动物方面的基础知识2、正确选题立项和设定假设3、实验研究计划和方案的制订4、实验方法的选定第七页，共九十七页，2022年，8月28日条件准备：1、复制动物模型法2、切开、分离法3、切除和注入提取液法4、离体组织器官法5、瘘管法6、移植法7、生物电、活性观察法8、病理解剖学、组织学观察法9、免疫学观察法10、其它方法如联体动物法，条件反射法、生物遗传法、放射生物法、药物化学法等等。第八页，共九十七页，2022年，8月28日主要指准备好实验仪器、药品、试剂和实验动物①购入或领取实验动物前，检查各项实验前的准备工作，如动物盒具数量、饲养室卫生及消毒情况等。②购入或领取实验动物时，向供应部门索取动物的遗传背景和微生物质量资料（动物质量合格证）、以及动物品系、年龄、体重、胎次等资料。③根据试验观察时间的长短，同时购入或领取相应数量的饲料和垫料。④动物需长途运输时，注意途中污染和窒息死亡等问题。⑤购入清洁级以上实验动物，采用带有空气过滤膜的或过滤帽的盒，严格检查其密封状况。第九页，共九十七页，2022年，8月28日预备实验：预备实验是对正式实验进行初步试验。其目的在于检查各项准备工作是否完善，实验方法和步骤是否切实可行，测试指标是否稳定可靠，初步了解实验结果与预期结果的距离，从而为正式实验提供补充、修正的意见和经验，是动物实验必不可少的重要环节。预备实验的结果不能归入正式试验的最后结果中一同分析。第十页，共九十七页，2022年，8月28日动物实验的设计与分组动物实验设计的基本原则：对照性原则实验对象随机分设对照一致性原则实验组与对照组除了处理因素不同外，非处理因素基本保证均衡一致重复性原则同一处理要设置多个样本例数随机性原则按照机遇相等的原则来进行分组客观性原则选择观察指标时，不用或尽量少用带有主观成分的指标。结果判断更不能以主观的意愿对结果或数据作任意的改动和取舍。第十一页，共九十七页，2022年，8月28日动物实验设计方法介绍1、单组比较设计指在同一个体上观察实验处理前后某种观测指标的变化。优点是能清除个体间生物差异，但不适用于在同一个体上多次进行实验和观察的情况。第十二页，共九十七页，2022年，8月28日2、配对比较设计指实验前将动物按性别、体重或其他因素加以配对，以基本相同的两个动物为一对，配成若干对，然后将一对动物随机分配于两组中，两组动物的数量、体重、性别等情况基本相同，取得均衡进行实验，以减少误差及动物组间的个体差异。第十三页，共九十七页，2022年，8月28日3、随机区组设计是配对比较设计的扩大。将全部动物按体重、性别及其他条件等分为若干组，每组中动物数目与划分的组数相等，体质条件相似，再将每个区组中的每一只动物进行编号，得用随机数字表法将其分配到各组。第十四页，共九十七页，2022年，8月28日4、完全随机设计将每个实验对象随便机分配在各组，并从各组实验结果的比较中得出结论。优点是设计和统计的处理都较简单，但在例数较少时往往不能保证组间的一致性。第十五页，共九十七页，2022年，8月28日第二节动物实验的基本操作技术一、实验动物的抓取与固定大、小鼠的抓取固定第十六页，共九十七页，2022年，8月28日小鼠固定盒固定第十七页，共九十七页，2022年，8月28日大鼠固定盒固定第十八页，共九十七页，2022年，8月28日豚鼠的抓取固定法第十九页，共九十七页，2022年，8月28日家兔的抓取固定法第二十页，共九十七页，2022年，8月28日第二十一页，共九十七页，2022年，8月28日二、实验动物被毛的去除方法剪毛：固定动物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。固定动物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。剪毛时需注意以下几点：

1、把剪刀贴紧皮肤剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤；2、依次剪毛，不要乱剪；3、剪下的毛集中放在一个容器内，勿遗留在手术野和手术台周围，以保证手术野的清洁和防止注射器等夹毛。第二十二页，共九十七页，2022年，8月28日拔毛：兔耳缘静脉注射或取血时以及给大、小白鼠作尾静脉注射时，需用拇指、食指将局部被毛拔去，以利操作。脱毛：脱毛系指用化学药品脱去动物的被毛，适用于无菌手术野的准备以及观察动物局部皮肤血液循环和病理变化。第二十三页，共九十七页，2022年，8月28日常用脱毛剂的配方：1﹞硫化钠3份、肥皂粉1份、淀粉7份，加水适量调成糊状。2﹞硫化钠8g、淀粉7g、糖4g、甘油5g、硼砂1g，加水75ml，共100g，调成糊状3﹞硫化钠8g、溶于100ml水中，配成8%硫化钠水溶液。4﹞硫化钡50g、氧化以上脱毛剂配方适用于家兔、大白鼠、小白鼠等小动物的脱毛。硫化钠10g、生石灰15g、溶于100ml水内，此配方适用于犬等大动物的脱毛。使用以上各种脱毛剂，都应事先剪短被毛，以节省脱毛剂，并减少对皮肤的刺激反应，应用时用棉球蘸脱毛剂，在所需局部涂一薄层，2～3分钟后，用温水洗去脱落的被毛，用纱布擦干局部，涂一层油脂即可。第二十四页，共九十七页，2022年，8月28日三、麻醉方法麻醉(anesthesia)的基本任务是消除实验过程中所至的疼痛和不适感觉，保障实验动物的安全，使动物在实验中服从操作，确保实验顺利进行。一、常用的麻醉剂动物实验中常用的麻醉剂分为三类，即挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂和中药麻醉剂。第二十五页，共九十七页，2022年，8月28日1．挥发性麻醉剂包括乙醚、氯仿等，乙醚吸入麻醉适用于各种动物，其麻醉量和致死量差距大，所以安全度亦大，动物麻醉深度容易掌握，而且麻后苏醒较快。其缺点是对局部刺激作用大，可引起上呼吸道粘膜液体分泌增多，再通过神经反射可影响呼吸、血压和心跳活动，并且容易引起窒息，故在乙醚吸入麻醉时必需有人照看，以防麻醉过深而出现以上情况。

第二十六页，共九十七页，2022年，8月28日2．非挥发性麻醉剂这类麻醉剂种类较多，包括苯巴比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠等巴比妥类的衍生物，氨基甲酸乙脂和水合氯醛。这些麻醉剂使用方便，一次给药可维持较长的麻醉时间，麻醉过程较平衡，动物无明显挣扎现象。但缺点是苏醒较慢。

3．中药麻醉剂动物实验时有时也用到象洋金花和氢溴酸东莨菪碱等中药麻醉剂，但由于其作用不够稳定，而且常需加佐剂麻醉效果才能理想，故在使用过程中不能得到普及，因而，多数实验室不选用这类麻醉剂进行麻醉。第二十七页，共九十七页，2022年，8月28日动物的麻醉方法

1．全身麻醉（1）吸入法用一块圆玻璃板和一个钟罩或一个密闭的玻璃箱作为挥发性麻醉剂的容器，多选用乙醚作麻药。麻醉时用几个棉球，将乙醚倒入其中，迅速转入钟罩或箱内，让其挥发，然后把待麻醉动物投入，约隔4～6分钟即可麻醉，麻醉后应立即取出，并准备一个蘸有乙醚的棉球小烧杯，在动物麻醚变浅时给套在鼻上使其补吸麻药。本法最适于大、小鼠的短期操作性实验的麻醉，也可用于较大的动物。由于乙醚燃点很低，遇火极易燃烧，所以在使用时，一定要远离火源。第二十八页，共九十七页，2022年，8月28日（2）腹腔和静脉给药麻醉法非挥发性和中药麻醉剂均可用作腹腔和静脉注射麻醉，操作简便，是实验室最常采用的方法之一。腹腔给药麻醉多用于大小鼠和豚鼠，较大的动物如兔、狗等则多用静脉给药进行麻醉。由于各麻醉剂的作用长短以及毒性的差别。所以在腹腔和静脉麻醉时，一定要控制药物的浓度和注射量。第二十九页，共九十七页，2022年，8月28日2．局部麻醉⑴猫的局部麻醉一般应用0.5～1.0%盐酸普鲁卡因注射。粘膜表面麻醉宜用2%盐酸可卡因。

⑵兔在眼球手术时，可于结膜囊滴入0.02%盐酸可卡因溶液，数秒钟即可出现麻醉。⑶狗的局部麻醉用0.5～1%盐酸普鲁卡因注射。眼鼻、咽喉表面麻醉可用2%盐酸可卡因。第三十页，共九十七页，2022年，8月28日3.麻醉效果的观察动物的麻醉效果直接影响实验的进行和实验结果。如果麻醉过浅，动物会因疼痛而挣扎，甚至出现兴奋状态，呼吸心跳不规则，影响观察。麻醉过深，可使机体的反应性降低，甚至消失，更为严重的是抑制延髓的心血管活动中枢和呼吸中枢，使呼吸、心跳停止，导致动物死亡。因此，在麻醉过程中必须善于判断麻醉程度，观察麻醉效果。第三十一页，共九十七页，2022年，8月28日判断麻醉程度的指标有：呼吸：加快或不规则，则麻醉过浅，可再追加麻醉，若呼吸由不规则转变为规则且平稳，说明已达到麻醉深度。若动物呼吸变慢，且以腹式呼吸为主，说明麻醉过深，动物有生命危险。反射活动：角膜反射灵敏，则麻醉过浅；反射迟钝，麻醉程度适宜；反射消失，伴瞳孔散大，则麻醉过深。肌张力：亢进，麻醉过浅；全身肌肉松弛，麻醉合适。皮肤夹捏反应：麻醉过程中可随时用止血钳或有齿镊夹捏动物皮肤，若反应灵敏，则麻醉过浅；若反应消失，则麻醉程度合适。第三十二页，共九十七页，2022年，8月28日4．麻醉注意事项⑴静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张性、角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些活动明显减弱或消失时，立即停止注射。配制的药液浓度要适中，不可过高，以兔麻醉过急；但也不能过低，以减少注入溶液的体积。第三十三页，共九十七页，2022年，8月28日⑵麻醉时需注意保温。麻醉期间，动物的体温调节机能往往受到抑制，出现体温下降，可影响实验的准确性。此时常需采取保温措施。保温的方法有，实验桌内装灯，电褥，台灯照射等。无论用哪种方法加温都应根据动物的肛门体温而定。常用实验动物正常体温：猫为38.6℃±1.0℃，兔为38.4℃±1.0℃，大鼠为39.3℃±0.5℃。⑶作慢性实验时，在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平。第三十四页，共九十七页，2022年，8月28日常用麻醉剂的用法及剂量麻醉剂动物给药方法剂量(mg/kg)常用浓度%维持时间戊巴比妥纳犬、兔静脉3032～4小时中途加上1/5量，可维持1小时以上，麻醉力强，易抑制呼吸腹腔40～503大、小鼠、豚鼠腹腔40～502硫喷妥纳犬、兔静脉15～20215～30分钟，麻醉力强，宜缓慢注射大白鼠腹腔401小白鼠腹腔15～201氯醛糖兔静脉80～10023～4小时，诱导期不明显大白鼠腹腔502乌拉坦兔静脉750～1000202～4小时，毒性小，主要适用于小动物的麻醉大、小白鼠皮下或肌肉800～100020蛙淋巴囊注射0.1ml/100g20～25蟾蜍淋巴囊注射1ml/100g10第三十五页，共九十七页，2022年，8月28日不同动物全身麻醉剂用量与用法动物给药途径盐酸氯胺酮戊巴比妥硫喷妥钠水合氯醛乌拉坦小鼠i.Vi.Pi.m22~4435502550400大鼠i.Vi.Pi.m22~44255020403000.75地鼠i.Vi.P352040200~300豚鼠i.Vi.Pi.m22~4430402055200~3001.5兔i.Vi.Pi.m22~443040201.01.0猫i.Vi.Pi.m15~3025283001.25~1.51.25~1.5第三十六页，共九十七页，2022年，8月28日动物给药途径盐酸氯胺酮(mg/kg)戊巴比妥(mg/kg)硫喷妥钠(mg/kg)水合氯醛(mg/kg)乌拉坦(mg/kg)犬i.V30251251.0猴i.Vi.Pi.m15~40352560绵羊i.V30山羊i.V30猪<45kgi.Vi.m10~1520~309~10猪>45kgi.Vi.m10~15155第三十七页，共九十七页，2022年，8月28日四、给药途径与方法

在动物实验过程中，应根据不同的实验目的、动物种类、药物类型来决定动物的给药途径与方法。动物的给药方法主要分为注射法和投入法两种，不同方法按给药途径又分为很多具体类型。注射法分为：皮下注射、肌肉注射、腹腔注射、脑膜下注射、脑内注射、胸腔内注射、腰椎内注射、静脉注射、关节腔注射和心内注射。投入法可分为：鼻腔内投入、胃腔内投入、肠管内投入、气管内投入和经口腔投入。以下将各种动物的主要给药途径和方法做一介绍。第三十八页，共九十七页，2022年，8月28日（一）皮下注射注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。兔在背部或耳根部注射。蛙可在脊背部淋巴腔注射。（二）皮内注射皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。第三十九页，共九十七页，2022年，8月28日（三）肌肉注射选择肌肉发达，无大血管通过的部位。大鼠、小鼠、豚鼠可选择大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌臀部或股部肌肉；犬、猴等大型动物选臀部肌肉。注射时枕头迅速垂直刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射。给大、小白鼠作肌肉注射时，采用手固定方式，取连接5号针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，注入药液却可。第四十页，共九十七页，2022年，8月28日（四）腹腔注射用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推

0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液，为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。第四十一页，共九十七页，2022年，8月28日（五）静脉注射

1．兔：兔耳部血管分布清晰。兔耳中央为动脉，耳外缘为静脉。内缘静脉深不易固定，故不用。外缘静脉表浅易固定，常用。先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。第四十二页，共九十七页，2022年，8月28日2．小白鼠和大白鼠一般采用尾静脉注射，操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器连4(1/2)号细针头，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖2～3厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。第四十三页，共九十七页，2022年，8月28日3．狗狗静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉或后肢小隐静脉注射。注射前由助手将动物侧卧，剪去注射部位的被毛，用胶皮带扎紧（或用手抓紧）静脉近端，使血管充盈，从静脉的远端将注射针头平行刺入血管，待有回血后，松开绑带（或两手），缓缓注入药液。第四十四页，共九十七页，2022年，8月28日几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升）注射途径小鼠大鼠豚鼠兔狗腹腔0.2～1.01～32～55～105～15肌肉0.1～0.20.2～0.50.2～0.50.5～12～5静脉0.2～0.51～21～53～105～15皮下0.1～0.50.5～10.5～21～33～10第四十五页，共九十七页，2022年，8月28日（六）经口给药多用灌胃法，此法剂量准确，适用于小白鼠、大白鼠、家兔等动物。

1．小鼠、大鼠（或豚鼠）灌胃时将灌胃针按在注射器上，吸入药液。左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。一般当灌胃针插入小鼠3～4cm，大鼠或豚鼠4～6cm后可将药物注入。常用的灌胃量小鼠为0.2～

1ml，大鼠1～4ml，豚鼠为1～5ml。第四十六页，共九十七页，2022年，8月28日2．狗、兔、猫、猴

灌胃时，先将动物固定，再将特制的扩口器放入动物口中，扩口器之宽度可视动物口腔大小而定，如狗的扩口器可用木料制成长方形，长约10～

15cm，粗细应适合狗嘴，约2～3cm，中间粘一小孔，孔的直途为5～10cm。灌胃时将扩口器放于上述动物上下门牙之后，并用绳将它固定于嘴部，将带有弹性的橡皮导管（如导尿管），经扩口器上的小圆孔插入，沿咽后壁而进入食道，此时应检查导管是否正确插入食道，可将导管外口置于一盛水的烧杯中，如不发生气泡，即认为此导管是在食道中，未误入气管，即可将药液灌入。第四十七页，共九十七页，2022年，8月28日

给狗、兔灌胃时，可不用扩口器：狗灌胃时，用12号灌胃管，左手抓住狗嘴，右手中指由右嘴角插入，摸到最后一对臼齿后的天然空隙，胃管由此空隙顺食管方向不断插入约20cm，可达胃内，将胃管另一端插入水中，如不出气泡，表示确已进入胃，而没误入气管内，即可灌入。兔灌胃时，将兔固定在木制固定盒内左手虎口卡住并固定好兔嘴，右手取14号细导管，由右侧唇裂避开门齿，将导管慢慢插入，如插管顺利，动物不挣扎，插入约15cm时，即表示插入胃内，将药液注入。各种动物一次灌胃能耐受的最大容积小鼠为0.5～1.0ml，大鼠4～7ml，豚鼠为4～7ml，家兔为80～150ml，狗为200～500ml。第四十八页，共九十七页，2022年，8月28日（七）其它途径给药

1．呼吸道给药呈粉尘、气体及蒸气或雾等症状存在药物或毒气，均需要通过动物呼吸道给药。如一般实验时给动物乙醚作吸入麻醉，给动物吸一定量的氨气、二氧化碳等观察呼吸、循环等变化；给动物定期吸入一定量的SO2。锯末烟雾等可造成慢性气管炎动物模型等；特别在毒物学实验中应用更为广泛。

2．皮肤给药为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。如家兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。第四十九页，共九十七页，2022年，8月28日3．脊髓腔内给药此法主要用于椎管麻醉或抽取脑脊液。家兔椎管内注射方法：将家兔作自然俯卧式，尽量使其尾向腹侧屈曲，用粗剪将第七腰椎周围背毛剪去，用3%碘酊消毒，干后再用79%酒精将碘酒擦去。在兔背部髌骨脊连线之中点稍下方摸动第七腰椎间隙（第七腰椎与第一骶骨椎之间），插入腰椎穿刺针头。当针到达椎管内时（珠网膜下腔），可见到兔的后肢跳动，即证明穿刺针头已进入椎管。这时不要再向下刺，以兔损伤脊髓。固定好针头，即可将药物注入。第五十页，共九十七页，2022年，8月28日4．小脑延髓池给药此种给药都是在动物麻醉情况下进行的。而且常采用大动物如狗等，小动物很少采用。将狗麻醉后，使狗头尽量向胸部屈曲，用左手摸到其第一颈椎上方的凹陷（枕骨大孔），固定位置，右手取7号钝针头（将针头尖端麻钝），由此凹陷的正中线上，顺平行狗的方向，小心地刺入小脑延髓池。当针头正确刺入小脑延髓池时，注射者会感到针头再向前穿时无阻力，同时可以听到很轻的“咔嚓”一声，即表示针头已穿过硬脑膜进入小脑延髓池，而且可抽出清亮的脑脊液，注射药物前，先抽出一些脑脊液，抽取量根据实验需要注入多少药液决定，即注入多少抽取多少，以保持原来脑脊髓腔里的压力。第五十一页，共九十七页，2022年，8月28日5．脑内给药此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。小鼠脑内给药时，选套有塑料管、针尖露出2mm深的5(1/2)针头，由鼠正中额部刺入脑内，注入药物或接种物。给豚鼠、兔、狗等进行脑内注射时，须先用穿颅钢针穿透颅骨，再用注射器针头刺入脑部，再徐徐注入被检物。注射速度一定要慢，避免引起颅内压急骤升高。第五十二页，共九十七页，2022年，8月28日6．直肠内给药此种给药方法常用于动物麻醉。家兔直肠内给药时，取灌肠用的胶皮管或用14号导尿管代替。在胶皮管或导尿管头上涂上凡士林，由助手使兔蹲卧于桌上，以左臂及左腋轻轻按住兔头及前肢，以左手拉住兔尾，露出肛门，并用右手轻握后肢，实验者将橡皮管插入家兔肛门内，浓度约7～9cm，如为雌性动物，注意勿误插入阴道（肛门紧接尾根）。橡皮管插好后，将注射器与橡皮管套紧，即可灌注药液。第五十三页，共九十七页，2022年，8月28日7．关节腔内给药此种方法常用于关节炎的动物模型复制。兔给药时，将兔仰卧固定于兔固定台上，剪去关节部被毛，用碘酒或酒精消毒，然后用手从下方和两旁将关节固定，把皮肤稍移向一侧，在膑韧带附着点处上方约0.5厘米处进针。针头从上前方向下后方倾斜刺进，直至针头遇阻力变小，然后针头稍后退，以垂直方向推到关节腔中。针头进入关节腔时，通常可有好象刺破薄膜的感觉，表示针头已进入膝关节腔内，即可注入药液。第五十四页，共九十七页，2022年，8月28日实验动物用药量的确定及计算方法1、粗略估计的给药量（1）先用小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量，然后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一为应用剂量，一般可取1/10～1/5。（2）植物药粗制剂的剂量多按生药折算。（3）化学药品可参考化学结构和作用都相似的药物剂量。（4）确定剂量后，如第一次实验的作用不明显，动物无中毒的表现，可加大剂量再次实验。如作用明显、出现中毒现象，则降低剂量再次实验。通常，药物作用效果随剂量的加大而增强。所以可同时用几个剂量作实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。第五十五页，共九十七页，2022年，8月28日（5）用大动物进行实验时，可采用给鼠类剂量的1/15～1/2，后根据动物反应调整剂量。（6）确定剂量要考虑动物的年龄和体质。一般，给药剂量指成年动物的，幼龄动物剂量应减少。如以犬为例：6个月以上给药量为1份时，3～6个月的给1/2份，45～89日1/4份，22～44日1/8份，10～19日1/16份。（7）确定动物给药剂量时，要考虑给药途径不同：以口服量为100时，灌肠量应为100～200，皮下注射量30～50，肌肉注射量为25～30，静脉注射量为25。第五十六页，共九十七页，2022年，8月28日几种动物不同给药途径的常用注射量(ML)注射途径小鼠(ml/10g)大鼠(ml/100g)豚鼠(ml/只)兔(ml/kg)犬(ml/只)腹腔0.1~0.21~22~55~105~15肌肉0.1~0.20.2~0.50.2~0.50.5~1.02~5静脉0.2~0.51~21~53~105~15皮下0.1~0.50.5~1.00.5~21.0~3.03~10第五十七页，共九十七页，2022年，8月28日人与动物间及不同动物间药物剂量的换算方法（1）体表面积直接换算法许文生氏公式我国人的体表面(m2)=0.0016×身高(cm)+0.0128×体重(kg)-0.1529动物体表面积,Meeh-Rubner公式A(体表面积m2)=K×W(体重,g)2/3/10000K为常数,大、小鼠为9.1,豚鼠为9.8,家兔为10.1,犬为11.2,猫为9.8,猴为11.8,人为10.6据此算出的体表面积只是一种近似值,不一定完全符合每个动物的实测数值第五十八页，共九十七页，2022年，8月28日进行不同种类动物间剂量换算时的常用数据动物种类Meeh-Rubner公式的K值体重(kg)体表面积(m2)Mg/kg-mg/m2转移因子每kg体重占有体面积相对比值小鼠9.10.0180.020.0220.0240.00660.00670.00710.00762.93.03.13.2粗略值31.0(0.02kg)大鼠9.10.100.150.200.250.01960.02570.03110.07615.15.86.46.9粗略值60.47(0.20kg)豚鼠9.80.300.400.500.600.04390.05320.06170.06976.87.58.18.6粗略值80.47(0.20kg)家兔10.11.502.002.500.13230.16080.186011.312.413.4粗略值120.24(2.0kg)猫9.02.002.503.000.15710.13240.205912.713.714.6粗略值140.22(2.5kg)犬11.25.0010.0015.000.32750.51990.681215.319.222.0粗略值190.16(10.0kg)猴11.82.03.04.00.18780.24550.297310.712.222.0粗略值120.24(3.0kg)人10.640.050.060.01.23981.43861.624632.234.836.9粗略值350.08(50.0kg)第五十九页，共九十七页，2022年，8月28日某利尿药大鼠灌胃给药时剂量为200mg/kg,试粗略估计犬灌胃给药时可以试用的剂量?按体表面积直接计算法实验大白鼠体重200g,体表面积为

A鼠=9.1×2002/3/10000=0.0311(m2)200mg/kg的剂量如改以mg/m2表示,则为200×0.2/0.0311=1268(mg/m2)犬体重约为10kg左右,其体表面积为

A犬=11.2×100002/3/10000=0.519(m2)则犬的试用剂量为1268×0.519/10=65mg/kg利用mg/kg折算mg/m2”转换因子”计算法将某种动物按mg/kg计算剂量以相应的转换因子,即为按mg/m2计算的剂量犬的试用剂量为200×6(大鼠的转换因子)/19(犬的转换因子)=63mg/kg利用”每kg体重占体表面积比值”计算法犬的试用剂量=200×0.16(犬体表面积比值)/0.47(大鼠体表面积比值)=68mg/kg第六十页，共九十七页，2022年，8月28日动物与人体的每公斤体重剂量折算系数表折算系数WA种动物或成人

小鼠0.02kg

大鼠0.2kg

豚鼠0.4kg

兔1.5kg

猫2kg

犬12kg

成人60kg

B种动物或成人

小鼠20g

1.01.61.62.73.24.89.01大鼠0.2kg

0.71.01.141.882.33.66.25豚鼠0.4kg

0.610.871.01.652.053.05.55兔1.5kg

0.370.520.61.01.231.762.30猫2kg

0.300.420.480.811.01.442.70犬12kg

0.210.280.340.560.681.01.88成人60kg

0.110.160.180.3040.3710.5311.0第六十一页，共九十七页，2022年，8月28日按动物公斤体重间剂量折算系数换算用药量已知A种动物每kg体重用药量,欲估算B种动物每kg体重用药量时,可先查表,找出折算系数(W),再按下式计算:B种动物的剂量(mg/kg)=W×A种动物的剂量(mg/kg)则:犬(B种动物)=0.28×200mg/kg=56mg/kg第六十二页，共九十七页，2022年，8月28日人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值表小鼠(20g)

大鼠(200g)

豚鼠(400g)

家兔(1.5kg)

猫(2.0kg)

猴(4.0kg)

犬(12kg)

人(70kg)

小鼠(20g)

1.07.012.2527.829.764.1124.2378.9大鼠(200g)

0.141.01.743.94.29.217.856.0豚鼠(400g)

0.080.571.02.252.45.24.231.5家兔(1.5kg)

0.040.250.441.01.082.44.514.2猫(2.0kg)

0.030.230.410.621.02.24.113.0猴(4.0kg)

0.0160.110.190.420.451.01.96.1犬(12kg)

0.0080.060.100.220.230.521.08.1人(70kg)

0.00260.0180.0310.070.0780.160.821.0第六十三页，共九十七页，2022年，8月28日人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值表计算大鼠灌胃给药时剂量为200mg/kg,则大鼠的总给药量为200mg/kg×0.2kg=40mg查表知犬对大鼠的等效剂量比值为17.8则犬的剂量为40mg×17.8=712mg712mg/10kg=71.2mg/kg第六十四页，共九十七页，2022年，8月28日五、实验动物采血和采液方法一、大、小鼠的采血方法

1．颈静脉或颈动脉采血

2．股静脉或股动脉采血

3．心脏采血

4．尾部采血

5．眼眶采血

6．断头取血第六十五页，共九十七页，2022年，8月28日尾部采血颈静脉或颈动脉采血第六十六页，共九十七页，2022年，8月28日心脏采血第六十七页，共九十七页，2022年，8月28日二、豚鼠的采血方法

1．耳缘剪口采血

2．心脏采血方法同大、小鼠。

3．股动脉采血方法同大、小鼠。

4．后肢背中足静脉采血第六十八页，共九十七页，2022年，8月28日三、家兔的采血方法

1．心脏采血

2．耳中央动脉采血

3．耳静脉采血第六十九页，共九十七页，2022年，8月28日四、狗、猫的采血方法

1．后肢外侧跗外静脉、内侧隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血

2．股动脉采血

3.心脏采血同大、小鼠心脏采血

4．耳缘静脉采血同兔耳缘静脉采血第七十页，共九十七页，2022年，8月28日第七十一页，共九十七页，2022年，8月28日采血方法的选择，决定于实验目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。而研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、静脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、Cl-离子浓度，必须采取动脉血液。第七十二页，共九十七页，2022年，8月28日采血时要注意采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25～28℃，冬季，15～20℃为宜；采血用具有采用部位一般需要进行消毒；采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂。第七十三页，共九十七页，2022年，8月28日１．取少量血

部位

动物种类ａ．尾静脉大鼠、小鼠ｂ．耳静脉兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊ｃ．眼底静脉丛兔、大鼠、小鼠d．舌下静脉兔e．腹壁静脉青蛙、蟾蜍f．冠、脚蹼皮下静脉鸡、鸭、鹅第七十四页，共九十七页，2022年，8月28日２．取中量血

部位

动物种类ａ．后肢外侧皮下小隐静脉狗、猴、猫ｂ．前肢内侧皮下头静脉狗、猴、猫ｃ．耳中央动脉兔ｄ．颈静脉狗、猫、兔ｅ．心脏豚鼠、大鼠、小鼠ｆ．断头大鼠、小鼠ｇ．翼下静脉鸡、鸭、鸽、鹅ｈ．颈动脉鸡、鸭、鸽、鹅第七十五页，共九十七页，2022年，8月28日３．取大量血

部位

动物种类ａ．股动脉、颈动脉狗、猴、猫、兔ｂ．心脏狗、猴、猫、兔ｃ．颈静脉马、牛、山羊、绵羊ｄ．摘眼球大鼠、小鼠第七十六页，共九十七页，2022年，8月28日4.最大安全采血量与最小致死采血量动物种类最大安全采血量(ml)最小致死采血量(ml)小鼠0.20.3大鼠12豚鼠510兔1040狼狗100500猎狗50200猴1560第七十七页，共九十七页，2022年，8月28日第三节动物实验常用手术方法

急性动物实验中常以血压、心率、呼吸等为指标，以静脉注射、放血等为实验方法。第七十八页，共九十七页，2022年，8月28日1.肌肉、神经和血管的分离

（1）肌肉组织:顺肌纤维方向作钝性分离。肌肉组织内含有小血管，若需切断，应事先用止血钳作双重钳夹，结扎后才可剪断。（2）神经和血管:玻璃分针顺着血管或神经走向分。分离手术完成后用浸有温热生理盐水纱布盖在切口上。第七十九页，共九十七页，2022年，8月28日2.颈部手术与插管

将实验动物麻醉，仰卧固定，剪去颈部的毛；用手术刀沿颈部正中线在甲状软骨与胸骨之间作一切口（5~7厘米）

（1）气管插管术将左右胸骨舌骨肌向两侧拉开，穿棉线备用。在甲状软骨下0.5~1cm将气管横向剪开；再向头端作一小纵切口，呈倒“

T”形；将气管套管向心端插入气管腔内，结扎并将结扎线固定于“

Y”形气管插管分叉处。第八十页，共九十七页，2022年，8月28日（2）颈总动脉插管术

测量动脉血压或放血。呈红色较大的血管，手触之有搏动感。沿血管走行方向分离出颈总动脉，长约1.5~2.0cm，在其下穿两根丝线备用。在颈总动脉的远心端结扎，近心端用动脉夹夹住动脉，用眼科剪将动脉剪一与血管呈45℃角的向心切口，将动脉套管由切口向心脏方向插入动脉内，结扎、打结固定、打开动脉夹。3）颈浅静脉插管术

用于注射、取血、输液及中心静脉压测量。颈浅静脉位置浅，位于颈部皮下。颈部正中切口，在胸锁乳突肌外缘即可见呈暗紫色的粗大血管—颈浅静脉。用止血钳沿血管走向将静脉周围的组织轻轻钝性分离，穿两根细丝线备用。将导管或静脉套管插入（与颈总动脉相似）。如测量中心静脉压，插入导管5cm，此时导管口在上腔静脉近右心房入口处。

第八十一页，共九十七页，2022年，8月28日分离颈总动脉第八十二页，共九十七页，2022年，8月28日实验器械的使用方法（一）常用的手术器械及使用方法

1.手术刀

较大切口可采用拇指与中指、无名指夹住刀柄两侧，食指压于刀背上；小切口或作细微的切割，采用执钢笔式的执刀法。手术后将刀片拆下洗擦干净单独保存。

2.剪刀

粗剪刀：皮、毛、骨

手术剪：肌肉、组织器官、线、纱布

眼科剪：神经、血管第八十三页，共九十七页，2022年，8月28日3.镊子

无齿镊（解剖镊）：神经、血管、肠壁或其它脏器。

有齿镊（外科镊）：夹持较大或较厚的组织，如皮肤、皮下组织等

眼科镊：夹持较小的组织，如神经、血管4.止血钳（血管钳）：有直、弯、带齿、蚊式钳。用于分离组织、夹住出血的血管。浅部止血——直，深部——弯钳，精细手术或细小的出血点——蚊式钳。5.持针器:夹持缝针进行缝合。夹在针的中1/3和后1/3交界处为宜。第八十四页，共九十七页，2022年，8月28日6.缝针:直针和弯针（圆形或三角形）

圆针：肌肉、腹膜、胃肠道

弯三角针：皮肤、坚硬组织缝合。

7.动脉夹:

夹闭动脉8.其它:手术灯、注射器、烧杯、动脉套管、静脉插管、丝线等。

第八十五页，共九十七页，2022年，8月28日（二）手术器械的维护方法：

必须按各种手术器械的用途使用，如手术剪仅用来剪组织或皮肤，切勿用来剪骨或其它物品。手术后必须将各种器械洗净，用小刷子将齿间血块清除，然后用干布将其擦干。第八十六页，共九十七页，2022年，8月28日第四节实验动物的急救及处死急救：动物实验过程中，可因麻醉药过量、出血过多、分泌物或血块堵塞气管造成窒息以及某种药物原因引起动物血压、呼吸不规则等现象，此时应立即进行急救处理措施。急救处理措施首先要迅速排查原因，并中断诱因（如止血、停药、排除分泌物等），然后对症实施急救措施。第八十七页，共九十七页，2022年，8月28日一、呼吸、心跳（血压）的改变动物实验过程中，需密切观察实验动物的呼吸、心跳及血压的变化，一者它们是实验反应的数据指标，二者是实验动物状态的主要指征。尤其对呼吸的观察，因为动物的死亡首先是呼吸的停止。（一）诱发原因

1．麻醉给药速度过快或过量：实施静脉给药麻醉，可因给药速度过快或过量导致呼吸停止。因此，为防止麻醉剂过量，注射速度一定不要过快，严密观察动物状况，若需追加麻醉剂，一次不宜超过总量的1/5。第八十八页，共九十七页，2022年，8月28日2．气道不畅或堵塞：常见于麻醉后，因为气管分泌物增多或气管切口的出血凝块堵塞气管，动物呼吸不规则、呼吸困难甚至引起的窒息。3．大失血：如因大动脉插管的松脱所造成的大失血。4．实验药物的作用：如静脉注射乙酰胆碱过量或动物对其反应过强，引起心搏减弱减慢，继而出现呼吸、心跳的停止。第八十九