动物实验基本操作技术课件

2022/12/81动物实验基本操作技术1动物实验前的准备2实验动物的抓取与固定3性别鉴定4年龄的大致判断5妊娠检查6动物编号7常规采血方法8给药途径与方法9麻醉方法10处死方法2022/12/82第一节、动物实验前的准备（一）动物实验室的选择1.根据实验目的选择合适的实验室及饲养室。

2.动物实验室要与实验动物同等级别。

3.饲养室应符合实验动物的生活习性及国家实验动物设施各项标准。

2022/12/83（二）实验动物的购买

1.应购买有实验动物生产供应许可证的单位所生产繁殖的实验动物，并索取相应实验动物的质量合格证明。2.如果从外地购买的动物，应考虑运输中的各种因素对实验动物的影响，并应查阅运输检疫证明。3.购买的动物需要经过3-7天的隔离检疫、观察。（三）实验动物的操作技术2022/12/852022/12/86小鼠固定盒固定2022/12/87大鼠固定盒固定2022/12/88二、兔子的抓取和固定1右手抓住兔颈背部的被毛和皮肤提起；2左手托其臀部，让其体重大部分集中在左手上。注意：不能单纯抓双耳或抓提背腹部的毛皮。

2022/12/8101将盒式固定器的盒盖打开；2按标准操作规程抓取兔子；3将兔子放入盒式固定器内；露出头部。4如果兔挣扎，可用手在它的背上轻轻抚摸，使其安静。

注意：盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等。2022/12/812三、豚鼠的抓取与固定1先用手掌迅速轻扣住豚鼠背部；2抓住其肩胛上方皮肤，以拇指和食指环握颈部，中指和无名指轻轻扣住胸廓；也可像抓取大鼠一样抓住双耳和颈背部皮肤；另一只手托住臀部。注意：豚鼠较为胆小易惊，不宜强烈刺激和受惊，在抓取时，必须稳、准和迅速；也不能单纯抓取背腹部，否则易造成肝破裂而引起死亡。2022/12/814一、大、小鼠的性别鉴定根据生殖器到肛门的距离长短鉴定:距离长为雄性,距离短为雌性.第三节

性别鉴定2022/12/815Female

Male

二、兔的性别鉴定2022/12/816一、大、小鼠

1.根据形态鉴定日龄（大、小情况基本一样）第四节年龄的大致判断日龄/d外观形态特征1仔鼠裸体鲜红3耳壳露出表皮4脐带瘢痕脱落5能翻身8能爬行10能听到声音9～11全身被白毛，门齿长出13～15眼皮张开，能跳跃，能抓取东西18以后能自行采食，独立生活2022/12/8172022/12/8182022/12/820

二、豚鼠

1外观:一般老年豚鼠牙齿和趾爪长，被毛稀疏无光泽，眼神呆滞，行动迟缓。而年轻豚鼠牙齿短白，爪短软，眼睛圆亮，行动敏捷，被毛有光泽，且紧贴身体。2体重:根据体重推断大致年龄。同日龄豚鼠，雌性体重略高于雄性。日龄/d

初生7203060体重/g60～80100～120150～200170～220240～300日龄/d90120180体重/g330～400400～470520～6002022/12/821

三、家兔家兔的门齿和爪随年龄增长而增长，是年龄鉴别的重要标志。青年兔门齿洁白，短小，排列整齐；老年兔门齿暗黄，厚而长，排列不整齐，有时破损。白色家兔趾小基本呈红色，尖端呈白色。1岁家兔红色与白色长度相等；1岁以下，红多于白；1岁以上，白多于红。还可根据趾爪的长度与弯曲度来区别。青年兔趾爪较短，直平，隐在脚毛中，随年龄的增长，趾爪露出于脚毛之外，而且爪尖钩曲。另外，皮薄而紧，眼神明亮，行动活泼的为青年兔；皮厚而松，眼神颓废，行动迟缓的为老年兔。2022/12/823

左前腿上部为1，左腰部为2，左后腿为3，头部为4，背部为5，尾基部为6，

右侧从前至后依次为7、8、9。用黄色表示个位数，红色表示十位数。2022/12/8242．个体耳号标记法

3.个体断趾标记法

4.耳号钳标记法

5.挂牌法2022/12/826一、大、小鼠的采血方法

1．颈静脉或颈动脉采血

2．股静脉或股动脉采血

3．心脏采血

4．尾部采血

5．摘除眼球采血6．眼眶后静脉丛(窦)采血2022/12/827摘除眼球采血法：

(1)左手抓住大小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位;

(2)左手食指尽量将大小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。

(3)用眼科弯镊夹去眼球，将鼠倒立，用试管接住流出的血液。(4)采血完毕即用纱布压迫止血。

采血量：每次0.6-2.0ml/次。

2022/12/828眼眶后静脉丛(窦)取血：

1、先将毛细管浸泡在1％肝素溶液中数分钟，然后取出干燥备用。

2、将大小鼠进行麻醉，使大小鼠保持侧卧位。3、左手拇指、食指抓住两鼠耳之间的颈部头皮，并轻轻向下压迫颈部两侧，致大小鼠静脉血回流障碍，眼球外突，眶后静脉丛充血。4、右手持毛细管由大小鼠的内毗部插入结膜，使毛细管与眶壁平行地向喉头方向推进，深度约2—5mm

。5、轻轻旋动毛细管，使其穿破静脉丛,让血流顺毛细管流出。采血量：0.2—1ml／次。

2022/12/830二、豚鼠的采血方法

1．耳缘剪口采血

2．心脏采血方法同大、小鼠。

3．股动脉采血方法同大、小鼠。

4．后肢背中足静脉采血2022/12/831九、兔子耳缘采血静脉（注射）1先拔去注射部位的被毛；2用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈；3用消毒酒精消毒注射部位；4左手食指和中指托住注射部位的耳缘，大拇指顺势按在耳上面固定住兔耳；5右手持6号针头（连注射器）尽量从静脉的远端刺入；6当针头有回流血时，移动拇指于针头上以固定针头；7将药液以均匀的速度注入；或以均匀的速度抽取血液；8注射（采血）完毕，拔出针头；用消毒棉球（棉签）压迫针眼片刻。注意：兔耳部血管分布清晰，耳中央为动脉，耳外缘为静脉。内缘静脉深不易固定，故不用；外缘静脉表浅易固定，常用。2022/12/832三、家兔的采血方法

1．心脏采血

2．耳中央动脉采血

3．耳静脉采血2022/12/8332022/12/834采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25～28℃，冬季，15～20℃为宜；采血用具有采用部位一般需要进行消毒；采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂。采血时要注意2022/12/835动物种类最大安全采血量(ml)最小致死采血量(ml)小鼠0.20.3大鼠12豚鼠510兔1040最大安全采血量与最小致死采血量2022/12/836第八节

给药途径与方法

在动物实验过程中，应根据不同的实验目的、动物种类、药物类型来决定动物的给药途径与方法。动物的给药方法主要分为注射法和投入法两种，注射法分为：皮下注射、肌肉注射、腹腔注射、脑膜下注射、脑内注射、胸腔内注射、腰椎内注射、静脉注射、关节腔注射和心内注射。投入法可分为：鼻腔内投入、胃腔内投入、肠管内投入、气管内投入和经口腔投入。以下将各种动物的主要给药途径和方法做一介绍。2022/12/8371皮下注射

(1)注射部位：颈背部、腋下、腹侧和后肢的皮下豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。兔在背部或耳根部注射。

(2)常规消毒注射部位的皮肤，注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有针头的注射器取一锐角角度刺入皮下。

(3)将针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。

注射量：0.01ml—0.03ml／g体重。2022/12/8382.皮内注射此法用于观察皮肤血管通透性变化或皮肤反应。注射部位：动物背部局部脱毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。3.肌肉注射给药

注射部位：一般选择肌肉丰富而无大血管通过的臀部或大腿外测，回抽无血即可注射。

2022/12/8394尾静脉注射1）大小鼠尾静脉注射1将大小鼠固定在金属笼或固定器中，使尾巴露出；2用45～50℃的温水浸润尾部半分钟或用75％酒精棉球反复擦拭使血管扩张和使表皮角质软化；3用食指和中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，大拇指再轻轻按住尾部；4右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30度角），从尾下1／4处（约距尾尖2-3厘米）处进针；5先缓注少量药液，如无阻力，无白色皮丘出现，表示针头已进入静脉，可继续注入；6注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血或以消毒棉签(棉球)止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。注意：鼠尾静脉有三根，左右两侧及背侧各一根，多采用左右两侧尾静脉。

注射量：小鼠

0.005m1—0.01m1／g体重。

大鼠1.0-2.0

m1／100g体重2022/12/8402022/12/8412）兔耳缘静脉给药

(1)将兔放在保定架内保定。(2)拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，并酒精消毒，使兔的耳缘静脉充盈。(3)用左手食指和中指夹住兔的耳缘静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指和小指放在耳郭下作垫。(4)右手拿注射器，针尖的斜面朝上，将针头从远心端插入血管，放松对静脉近心端的压迫，回抽有血即可注射，拔针后用棉球止血。注：兔耳部血管分布清晰。兔耳中央为动脉，耳外缘为静脉。内缘静脉深不易固定，故不用。外缘静脉表浅易固定，常用。2022/12/8425大小鼠腹腔注射1左手抓取和固定动物，使腹部向上，以及使鼠头稍朝下大约15度角（头低位）；2用消毒酒精进行进针部位消毒；3右手将注射器针头于左（或右）小腹部刺入皮下；4使针头向前推进0.5cm～1.0cm，再以45度角穿过腹肌；5定住针头，缓缓注入药液。注意：为避免伤及内脏，一定要使动物处于头低位，使内脏移向上腹；若大鼠体积过大，可由第二个操作员协助进行腹腔注射。2022/12/843

2022/12/844注射途径小鼠大鼠豚鼠兔腹腔0.2～1.01～32～55～10肌肉0.1～0.20.2～0.50.2～0.50.5～1静脉0.2～0.51～21～53～10皮下0.1～0.50.5～10.5～21～3几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升）2022/12/845（六）经口给药

一、经口给药1.自动口服给药：2.灌胃给药:是借器械将药物直接灌入动物胃内的方法。适用于小白鼠、大白鼠、家兔等动物。此法可以准确控制给药量，但如果操作不当易造成动物死亡。2022/12/846（1）大小鼠和豚鼠的灌胃1用输血针头或小号腰穿针头，将其尖端斜面磨平，用焊锡在针尖周围焊一圆头，即成灌胃针；或购买现成的灌胃针；2灌胃时将针接在注射器上，吸入药液；3左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定；体位为头高尾低；4操作前，大致量一下从口到胃的距离，估计灌胃针头插入的深度。5右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿口腔顶壁和咽后壁徐徐插入食道；针插入时应无阻力。若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以免损伤或穿破食道以及误入气管。6用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中的药液灌入动物的胃中一般当灌胃针插入小鼠3－4cm，大鼠或豚鼠4-6cm后可将药物注入。常用的灌胃量小鼠为0.2-1ml，大鼠1-4ml，豚鼠为1-5ml。注

意：在灌胃过程中，避免误插入气管。

2022/12/847剂量：小鼠约0.1-0.5ml／10g体重。最大体积为1.0ml/只；大鼠约1-2ml／100g体重，最大体积为1.0ml/只2022/12/848

（2）兔灌胃

1、将兔放进保定架内，助手用手轻轻压住兔的背部，避免兔的挣扎。

2、灌胃者用左手拇指和中指挤压兔两颊，将下颌挤开使兔被动张口。

3、右手将开口器从一侧口角插入口腔并固定。

4、用泡在石蜡油中的胃管，经开口器的孔插入，向前推进约15cm，可达胃内。

5、在插管时应将胃管另一端泡在水中确认没有冒气泡，即可用注射器经胃管注入药液。灌胃量：

80-150ml／只／次。2022/12/849第九节麻醉方法

麻醉(anesthesia)的基本任务是消除实验过程中所至的疼痛和不适感觉，保障实验动物的安全，使动物在实验中服从操作，确保实验顺利进行。一、常用的麻醉剂动物实验中常用的麻醉剂分为三类，即挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂和中药麻醉剂。

2022/12/8501．挥发性麻醉剂包括乙醚、氯仿等，乙醚吸入麻醉适用于各种动物，其麻醉量和致死量差距大，所以安全度亦大，动物麻醉深度容易掌握，而且麻后苏醒较快。其缺点是对局部刺激作用大，可引起上呼吸道粘膜液体分泌增多，再通过神经反射可影响呼吸、血压和心跳活动，并且容易引起窒息，故在乙醚吸入麻醉时必需有人照看，以防麻醉过深而出现以上情况。

2022/12/8512．非挥发性麻醉剂这类麻醉剂种类较多，包括苯巴比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠等巴比妥类的衍生物，氨基甲酸乙脂和水合氯醛。这些麻醉剂使用方便，一次给药可维持较长的麻醉时间，麻醉过程较平衡，动物无明显挣扎现象。但缺点是苏醒较慢。

3．中药麻醉剂动物实验时有时也用到象洋金花和氢溴酸东莨菪碱等中药麻醉剂，但由于其作用不够稳定，而且常需加佐剂麻醉效果才能理想，故在使用过程中不能得到普及，因而，多数实验室不选用这类麻醉剂进行麻醉。2022/12/852

二、动物的麻醉方法

1．全身麻醉（1）吸入法用一块圆玻璃板和一个钟罩或一个密闭的玻璃箱作为挥发性麻醉剂的容器，多选用乙醚作麻药。麻醉时用几个棉球，将乙醚倒入其中，迅速转入钟罩或箱内，让其挥发，然后把待麻醉动物投入，约隔4～6分钟即可麻醉，麻醉后应立即取出，并准备一个蘸有乙醚的棉球小烧杯，在动物麻醚变浅时给套在鼻上使其补吸麻药。本法最适于大、小鼠的短期操作性实验的麻醉，也可用于较大的动物。由于乙醚燃点很低，遇火极易燃烧，所以在使用时，一定要远离火源。2022/12/853

（2）腹腔和静脉给药麻醉法非挥发性和中药麻醉剂均可用作腹腔和静脉注射麻醉，操作简便，是实验室最常采用的方法之一。腹腔给药麻醉多用于大小鼠和豚鼠，较大的动物如兔、狗等则多用静脉给药进行麻醉。由于各麻醉剂的作用长短以及毒性的差别。所以在腹腔和静脉麻醉时，一定要控制药物的浓度和注射量。2022/12/8542．局部麻醉⑴猫的局部麻醉一般应用0.5～1.0%盐酸普鲁卡因注射。粘膜表面麻醉宜用2%盐酸可卡因。

⑵兔在眼球手术时，可于结膜囊滴入0.02%盐酸可卡因溶液，数秒钟即可出现麻醉。⑶狗的局部麻醉用0.5～1%盐酸普鲁卡因注射。眼鼻、咽喉表面麻醉可用2%盐酸可卡因。2022/12/8553.麻醉效果的观察动物的麻醉效果直接影响实验的进行和实验结果。如果麻醉过浅，动物会因疼痛而挣扎，甚至出现兴奋状态，呼吸心跳不规则，影响观察。麻醉过深，可使机体的反应性降低，甚至消失，更为严重的是抑制延髓的心血管活动中枢和呼吸中枢，使呼吸、心跳停止，导致动物死亡。因此，在麻醉过程中必须善于判断麻醉程度，观察麻醉效果。判断麻醉程度的指标有：2022/12/856

呼吸：加快或不规则，则麻醉过浅，可再追加麻醉，若呼吸由不规则转变为规则且平稳，说明已达到麻醉深度。若动物呼吸变慢，且以腹式呼吸为主，说明麻醉过深，动物有生命危险。反射活动：角膜反射灵敏，则麻醉过浅；反射迟钝，麻醉程度适宜；反射消失，伴瞳孔散大，则麻醉过深。肌张力：亢进，麻醉过浅；全身肌肉松弛，麻醉合适。皮肤夹捏反应：麻醉过程中可随时用止血钳或有齿镊夹捏动物皮肤，若反应灵敏，则麻醉过浅；若反应消失，则麻醉程度合适。2022/12/8574．麻醉注意事项⑴麻醉前应禁食8h以上（2）麻醉前应准确称体重，注意麻醉剂量（3）麻醉过程中注意观察动物的反应情况。静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张性、角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些活动明显减弱或消失时，立即停止注射。配制的药液浓度要适中，不可过高，以免麻醉过急；但也不能过低，以减少注入溶液的体积。（4）麻醉时需注意保温。麻醉期间，动物的体温调节机能往往受到抑制，出现体温下降，可影响实验的准确性。此时常需采取保温措施。保温的方法有，实验桌内装灯，电褥，台灯照射等。无论用哪种方法加温都应根据动物的肛门体温而定。常用实验动物正常体温：猫为38.6℃±1.0℃，兔为38.4℃±1.0℃，大鼠为39.3℃±0.5℃。（5）作慢性实验时，在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平。

2022/12/858麻醉方法与麻醉药麻醉方法：全身麻醉和局部麻醉，通过吸入、注射（静脉、皮下、肌肉、腹腔）、口服、灌胃等方法使动物麻醉。常用麻醉药物：乙醚（吸入），戊巴比妥钠、硫贲妥钠、氯胺酮（静脉），普鲁卡因、利多卡因（局麻），2022/12/859常用麻醉药的剂量及注射途径种类戊巴比妥硫贲妥钠盐酸氯胺酮水合氯醛乌拉坦mg/kg途径mg/kg途径mg/kg途径mg/kg途径mg/kg小鼠3550IVIP2550I.V.IP22-44I