蛛网膜下腔出血活体动物模型的研究进展

1、蛛网膜下腔出血活体动物模型的研究进展【摘要】动脉瘤性蛛网膜下腔出血是一种危害性极强的出血性脑血管疾病，其主要危害是引起继发性脑血管痉挛，机制至今尚未明了。蛛网膜下腔出血活体动物模型在研究脑血管痉挛的病理生理变化及指导临床治疗等方面起到了重要作用。本文对包括鼠、狗、猴、兔在内的活体动物模型研究进展进行综述。 【关键词】 蛛网膜下腔出血 血管痉挛 颅内 模型 动物 1 实验对象 一个理想的SAH动物模型应当能模拟人SAH后出现的脑动脉剧烈收缩，并具有两方面特性：一是收缩血管发生形态学改变，二是血管收缩的过程具有阶段性。 1.1 大鼠 大鼠种系曾被认为是非理想的SAH模型，其原因在于4：在解剖结构上

2、，大鼠脑动脉与人类有明显差异，其脑血管壁缺乏外膜，因此大鼠脑血管更能抵抗SAH后的动脉收缩。大鼠脑血管的侧支循环比人类丰富，在大鼠模型中很难获得SAH后脑局部缺血的结果。因为体形小，血管纤细，因此在大鼠模型上实施血管造影很困难。但随着技术的进步，大鼠模型又成为研究SAH常用的动物模型，这是因为57：大鼠SAH模型表现出CVS两个阶段的变化，与人类相似。大鼠模型能显示与人类相似的脑动脉血管病理变化。能更好地研究SAH后CVS相关分子水平的变化，因为大部分被证明的相关基因均来自大鼠。与其他动物比较，大鼠价格便宜，更容易饲养。 1.2 狗 狗是最早报道的SAH动物模型，犬科“两次注血模型”是使用最多

3、的动物模型8。间隔48 h，分两次向狗的基底池内注血能产生比单次注血更明显的动脉血管收缩，且基底动脉直径的变化过程类似临床。早期狗SAH模型研究着重观察动脉血管的形态学变化，这是因为早期分子水平测量技术不成熟，而实施脑血管造影相对容易。近几年，随着科技水平的提高，SAH后的细胞分子学研究已广泛开展。虽然狗SAH模型研究最多，效果也最好。但有研究证明狗并不适合SAH后脑血管的研究，因其基底动脉对去甲肾上腺素和血红蛋白的反映与人明显不同，去甲肾上腺素能使人基底动脉收缩，而对狗却无收缩作用；血红蛋白能使狗的基底动脉收缩，但对人却无作用。 1.3 猴 灵长类动物的病理生理过程和解剖结构均与人类十分相似

4、8，因此猴SAH模型被认为是最理想的SAH动物模型，其变化与临床十分相似。猴模型主要用于SAH后持续性CVS的治疗研究。Handa等9在其实验中发现：48 h内清除血管周围的血凝块能有效减轻SAH后持续性CVS的程度。这一技术很快被应用于临床，但随后即出现手术操作能加剧CVS的报道，并于1991年在猴的实验模型中得到证实。为了解决这一矛盾，20世纪80年代后期至90年代中期，研究集中于药物消除血凝块释放出的化学因子。近几年来，内皮依赖的血管舒张调节损害成为研究重点，已有报道在猴SAH模型上证明了这一理论10。 1.4 兔 在症状性CVS模型建立之前，SAH动物很少出现类似于临床的神经缺损症状，

5、这可能与动物脑内丰富的侧支血管代偿作用有关。Endo等11通过结扎兔双侧颈总动脉，以降低由于SAH后CVS所致基底动脉血流量减少而产生侧支循环的代偿作用，再以脑池“两次注血”方法成功地建立起症状性CVS活体动物模型。实验中发现，兔饮食量减少与CVS两阶段的变化有明显的相关性，并认为进食量可作为侧支循环的观察指标。Otsuji等12在1994年对这一模型进行了改进，在第2次注血时，用OxyHb代替自体血，结果出现的神经症状更明显，且导致了脑梗死的发生。改良模型被认为是一个比较理想的症状性CVS模型，尤其适用于研究CVS导致的脑梗死。其具有以下优点：更趋向于人SAH后出现CVS的临床表现。血管类型

6、较狗、鼠等更接近于人，经结扎双侧颈动脉后，脑内侧支供血干扰小。动物病死率低。可反复实施脑血管造影。操作相对简单，费用低。 2 实验方法 SAH动物模型的建立常采用以下三种方法8：刺破动脉，使血液聚集于周围。外科暴露动脉，抽取自体其他部位动脉血注于周围。抽取其他部位动脉血注入蛛网膜下腔，并积聚于动脉周围。各种方法均有优缺点，其共同特点是出现痉挛的实验动脉周围均有持续性的血凝块存在。 2.1 颅内动脉血管内穿刺法 以往刺破颅内动脉需开颅暴露动脉，虽然能制造类似人类动脉瘤破裂所造成的SAH，但手术操作复杂，对实验动物损伤大，出血量及出血速度难以控制。且大面积分离蛛网膜破坏了蛛网膜下腔的完整性，使出血

7、不易局限在蛛网膜下腔，而进入硬膜下腔，动物病死率高。Bederson等13和Veelken等14报道了采用血管内丝线穿刺颈内动脉颅内分叉处的方法，成功地建立了一种新的SAH模型。该方法将一端尖锐的丝线由一侧的颈外动脉进入，导入同侧的颈内动脉，直至颈内动脉分叉处，用丝线尖端刺破分叉处，抽出丝线，即可形成SAH模型。颅内压突然增高是刺破出血的指征。该方法避免了开颅操作对正常脑组织的影响，并能模拟人SAH的病理生理变化过程。但该动物模型仍存在缺陷：颈外动脉的结扎可能导致局部缺血。颅内出血的发生率较高，约11%。出血量及出血速度难以控制。尽管经过数年改进，该模型目前仍仅适用于SAH后急性CVS的研究。

8、 2.2 脑池注血法 脑池内注血有两种方法：单次注血法和两次注血法。在单次注血动物模型中，并不能出现类似大型动物SAH后CVS模型出现的两阶段现象，这可能是脑池内形成的血凝块与实验动脉接触时间过短所致15。Ono等16在实验中发现：大鼠只在枕大池单次注血后第1天出现剧烈的CVS，随后CVS的程度逐渐减轻，这与快速循环的脑脊液对蛛网膜下腔内积聚的血肿冲洗有关，因此这一模型多用于SAH后急性CVS的研究。后来有学者通过加大单次注血的剂量，产生了类似CVS的两阶段现象，但也增加了动物在此过程中的病死率17。两次注血法既模拟了人SAH后的CVS两阶段过程，又降低了动物的病死率。研究发现：第1次注血后形

9、成的血凝块能阻碍脑池内脑脊液的循环，为第2次注血后血凝块能持续地与实验血管接触创造了条件。目前，脑池两次注血法使用普遍。但这一技术存在两个比较突出的缺点8：忽视了动脉损伤后病理生理变化的重要性。没有考虑颅内压变化。在伴有血管破裂的SAH模型中，心脏收缩期的颅内压可以上升至正常时的3050倍。 脑池注血法包括：枕大池注血法：分为穿刺注血法和置管注血法，主要用于研究Willis环后部CVS的变化，其缺点是不易造成颅内压增高。视交叉池注血法：Piepgras等18报道了一种新的大鼠SAH模型，此模型经皮穿刺大鼠的眼眶及视神经孔，将大鼠自体血注入其前交叉池，造成SAH。这种模型的优点在于：a. 更接近

10、人脑动脉瘤破裂造成的SAH，因85%的动脉瘤来自Willis环的前循环19；b. 病死率低；c. 不需要复杂的外科手术过程。主要缺点是术中可能造成脑实质损害。经颞顶部蛛网膜下腔注血法：因病死率较高，现已很少使用。基底池注血法：此方法的最大优点是形成的血凝块可很好地包绕于基底动脉周围，造成明显的CVS。经此方法建立的SAH模型报道最多。 2.3 动脉周围置血法 该方法在狗等大型动物SAH模型应用较多，需开颅暴露实验动脉，于动脉周围放置自体新鲜血，同时观察实验动脉直径及血管壁厚度的变化，作为监测SAH后继发性CVS的指标。可采用致CVS的药物或其他收缩剂代替自体血，动态观察CVS的变化。该方法的优

11、点：能直接使血液与实验动脉接触。能保持长时间接触。能动态观察SAH后继发性CVS的变化。其最大缺点是需行复杂的、损害性大的开颅手术。目前，血管周围置血法SAH动物模型适用于CVS药物治疗研究。 3 实验结果及意义 在所有已报道的SAH活体动物模型中，应用较多的是脑池注血法及动脉周围置血法，血管刺破法因出血不容易控制，病死率高，报道相对较少；“两次注血法”被认为是最理想的方法。Gules等4对比研究了三种方法建立的大鼠SAH模型，发现血管内穿刺模型和单次注血模型能造成明显的CVS，但两次注血模型引起的CVS程度更重；血管内穿刺模型和两次注血模型造成后交通动脉CVS的程度比基底动脉严重；血管内穿刺

12、模型的病死率高，且出血量难以控制，但此模型考虑了血管壁损害因素。 对实验动物的选择，因猴最接近于人的遗传基因，因此猴的SAH模型可能是最好的SAH模型。但这类动物的费用高且受保护，因此应用不如其他动物广泛。大鼠SAH模型有可能成为今后使用最广泛的动物模型，特别是采用基因转录过的大鼠研究SAH后脑CVS的发生机制，成为目前研究的重点20，21。但在影像学方面，大鼠SAH模型不如狗、兔。兔症状性CVS模型应该是目前理想的SAH模型，其SAH后CVS的发生与人类相似，且可反复实施脑血管造影，费用较猴、狗为低；但其忽视了动脉血管损伤的变化，这是其最大的弊端。 综上所述，虽然各种SAH动物模型对SAH后

13、CVS的机制及治疗研究提供了极大帮助，但目前还没有完全等同于人SAH的动物活体模型。因此，寻找和建立一种趋于完美的SAH动物模型，已成为迫切需要解决的问题。【参考文献】 1 Dorhout Mees SM, Rinkel GJ, Hop JW, et al. Antiplatelet therapy in aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a systematic review J. Stroke, 2003; 34(9): 2285-2289.2 Tsurutani H, Ohkuma H, Suzuki S. Effects of thrombin i

14、nhibitor on thrombin-related signal transduction and cerebral vasospasm in the rabbit subarachnoid hemorrhage model J. Stroke, 2003; 34(6): 1497-1500.3 Laher I, Zhang JH. Protein kinase C and cerebral vasospasm J. J Cereb Blood Flow Metab, 2001; 21(8): 887-906.4 Gules I, Satoh M, Clower BR, et al. C

15、omparison of three rat models of cerebral vasospasm J. Am J Physiol Heart Circ Physiol, 2002; 283(6): 2551-2559.5 Meguro T, Clower BR, Carpenter R, et al. Improved rat model for cerebral vasospasm studies J. Neurol Res, 2001; 23(7): 761-766.6 Suzuki H, Kanamaru K, Tsunoda H, et al. Heme oxygenase-1

16、gene induction as an intrinsic regulation against delayed cerebral vasospasm in rats J. J Clin Invest, 1999; 104(1): 59-66.7 Harada S, Kamiya K, Masago A, et al. Subarachnoid hemorrhage induces c-fos, c-jun and hsp70 mRNA expression in rat brain J. Neuroreport, 1997; 8(15): 3399-3404. 8 Megyesi JF,

17、Vollrath B, Cook DA, et al. In vivo animal models of cerebral vasospasm: a review J. Neurosurgery, 2000; 46(2): 448-461. 9 Handa Y, Weir BK, Nosko M, et al. The effect of timing of clot removal on chronic vasospasm in a primate model J. J Neurosurg, 1987; 67(4): 558-564.10 Iuliano BA, Pluta RM, Jung

18、 c, et al. Endothelial dysfunction in a primate model of cerebral vasospasm J. J Neurosurg, 2004; 100(2): 287-294.11 Endo S, Branson PJ, Alksne JF. Experimental model of symptomatic vasospasm in rabbits J. Stroke, 1988; 19(11): 1420-1425.12 Otsuji T, Endo S, Hirashima Y, et al. An experimental model

19、 of symptomatic vasospasm induced by oxyhemoglobin in rabbits J. Stroke, 1994; 25(3): 657-662.13 Bederson JB, Germano IM, Guarino L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat J. Stroke, 1995; 26(6): 1086-1092.14 Veelken JA,

20、 Laing RJ, Jakubowski J. The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats J. Stroke, 1995; 26(7): 1279-1284.15 Carpenter RC, Miao L, Miyagi Y, et al. Altered expression of P2 receptor mRNAs in the basilar artery in a rat double hemorrhage model J. Stroke, 2001; 32(2): 516-522.16 Ono S, Date I,

21、 Onoda K, et al. Time course of the diameter of the major cerebral arteries after subarachnoid hemorrhage using corrosion cast technique J. Neurol Res, 2003; 25(4): 383-389.17 Ram Z, Sahar A, Hadani M. Vasospasm due to massive subarachnoid haemorrhagea rat model J. Acta Neurochir (Wien), 1991; 110(3-4): 181-184.18 Piepgras A, Thome C, Schmiedek P.