药理学动物实验基本方法

关于药理学动物实验基本方法大鼠豚鼠家兔犬一、捉持与给药小鼠第2页,共43页，星期六，2024年，5月小鼠的捉持1、用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将小鼠提起，放在饲养合的面罩上。用左手拇指和食指迅速、准确地捏住小鼠的两耳后及颈背部的皮肤，将小鼠提起。翻转左手掌，以左手掌心和中指夹小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条直线。用左手拇指和食指迅速、准确地捏住小鼠的两耳后及颈背部的皮肤，将小鼠提起。第3页,共43页，星期六，2024年，5月大鼠的捉持首先戴好防护手套用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。

左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取固定。第4页,共43页，星期六，2024年，5月豚鼠的捉持先用左手轻轻扣、按住豚鼠背部。顺势抓紧其肩胛上方皮肤，拇指和食指环箍其颈部。用右手轻轻托住其臀部，即可将豚鼠抓取固定。第5页,共43页，星期六，2024年，5月兔的捉持用右手抓住兔颈部的被毛和皮肤，轻轻把兔提起。用左手托住兔的臀部家兔的固定方式有腹卧式和仰卧式两种

第6页,共43页，星期六，2024年，5月犬的捉持实验者先抚摩，逐步接近，勿使其惊恐或将其激怒。

用粗棉绳兜住狗的下颌，并在上颌打结（勿太紧）。

如犬不合作，则先用一根特制长柄狗头夹，从后面夹住犬颈，限制犬头部活动，再按上述方法捆住犬嘴。

实验动物的捉拿.MPG第7页,共43页，星期六，2024年，5月灌胃给药——大小鼠1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药液。左手捉持动物，使头部向上。右手持针，把灌胃针头的前端放进动物的口腔，顺着上腭部插入咽部，顺咽后壁轻轻往下推。用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中的药液灌入动物的胃中。剂量：小鼠约0.1-0.5ml／10g体重。最大体积为1.0ml/只大鼠约1-2ml／100g体重，最大体积为1.0ml/只第8页,共43页，星期六，2024年，5月灌胃给药——兔将兔放进固定架内，灌胃者用左手拇指和中指挤压兔两颊，将下颌挤开使兔被动张口。

右手将开口器从一侧口角插入口腔并固定。胃管经开口器的孔插入，向前推进约15cm，可达胃内。在插管时应将胃管另一端泡在水中确认没有冒气泡，即可用注射器经胃管注入药液。豚鼠灌胃同家兔第9页,共43页，星期六，2024年，5月皮下注射给药——大小鼠颈背部、腋下、腹侧和后肢的皮下注射针头取一锐角角度刺入皮下。将针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下。再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下第10页,共43页，星期六，2024年，5月静脉注射给药——大小鼠将大小鼠放在金属笼或小鼠固定器中，通过金属笼或大小鼠固定器的孔拉出鼠尾巴用左手捏住鼠尾巴中下部，用75％酒精棉球反复擦拭尾部注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾两侧，用食指从下面托起尾，右手持4号针头的注射器，使针头与静脉平行（小于30度角）大鼠亦可用舌下静脉注射第11页,共43页，星期六，2024年，5月静脉注射给药——犬前肢皮下头静脉或后肢小隐静脉注射。先将注射部位毛剪去。在静脉血管的近心端，用乳胶管扎紧肢体，使血管充盈，注射器针头向静脉血管的近心端方向穿刺。回抽注射器针栓，如有回血，则证明针尖在血管内，即可推注药液。

第12页,共43页，星期六，2024年，5月静脉注射给药——兔兔放在固定架内，酒精消毒并揉搓血管，使兔的耳缘静脉充盈。

用左手食指和中指夹住兔的耳缘静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指和小指放在耳郭下作垫。右手拿注射器，针尖的斜面朝上，将针头从远心端插入血管回抽有血即可注射，拔针后用棉球止血豚鼠可用足背静脉注射实验动物的给药.MPG第13页,共43页，星期六，2024年，5月二、实验动物的采血5231尾尖采血眼眶静脉丛采血断头采血腹主动脉采血4心脏采血腹主动脉采血6静脉采血第14页,共43页，星期六，2024年，5月方法：固定动物并露出鼠尾，将尾部在45℃的温水中浸泡数分钟（或以二甲苯棉球涂擦），使尾部血管扩张。将鼠尾擦干，用锐器切去尾尖0.3～0.5cm，让血液滴入盛器或直接以血红蛋白吸管吸取。对象：大、小鼠特点：小量采血，可以多次采血。

1尾尖采血第15页,共43页，星期六，2024年，5月方法：用左手捉鼠，拇指及中指抓住头颈部皮肤，食指按于眼后，使眼球轻度突出，眼底球后静脉丛淤血。右手持取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管（临用前折断成1-1.5cm长的毛细管段，浸入1％肝素溶液中，干燥后用）刺入深度小鼠2～3mm，大鼠4～5mm。当感到有阻力时再稍后退，得到所需要的血量后，拔出。

对象：大、小鼠等。特点：中等血量（0.2～0.3ml，小鼠；0.5～1.0ml，大白鼠），避免动物死亡。2眼眶静脉丛采血第16页,共43页，星期六，2024年，5月方法：左手以拇指和食指保持动物的头颈部，使其头略下倾，右手持剪刀猛力剪断鼠颈，让血液滴入盛器。

对象：大、小鼠等。特点：需要血量较大（小白鼠可采血0.8～1.0ml，大白鼠可采血5.0～8.0ml），且不需要继续保存动物生命时用本法。3断头采血

第17页,共43页，星期六，2024年，5月方法：动物要麻醉后进行，用针管在腹主动脉分叉处，与血管平行刺入。对象：大、小鼠等。特点：需要血量较大，且不需要继续保存动物生命时用本法。4腹主动脉采血第18页,共43页，星期六，2024年，5月方法：将动物背位固定，在左胸第2至第4肋间剪毛一块，用碘酒和酒精消毒。然后用配有7号针头的10ml注射器，在心跳最明显处作穿刺。针头刺入心脏后即见血液流入注射器；或边刺边抽，直至血液流入注射器。取得所需血量后，迅速将针头拔出，这样心肌上的穿刺孔较易闭合。

对象：兔、豚鼠等。特点：采血量较大，继续保存动物生命。5心脏采血第19页,共43页，星期六，2024年，5月方法：将家兔放在固定箱内，剪去拟采血耳壳上的毛，用电灯照射加热或用二甲苯棉球涂擦耳壳，使耳部血管扩张。用粗针头刺破耳缘静脉或以刀片在血管上切一小口，让血液自然流出，滴入已放有抗凝剂的盛器中。采血完毕，用干棉球压住出血口，以待止血。如一时不易止血，可用木夹夹住耳壳10～20分钟。

对象：犬——在前肢静脉、后肢小隐静脉采血；小型猪——为耳大静脉、后肢静脉特点：采血量较大，继续保存动物生命。6静脉采血第20页,共43页，星期六，2024年，5月三、实验动物编号与分组

（一）编号：

1、单色涂染法：在每组动物不超过l0只或一个实验不超过40只的情况下适用。实验动物：大鼠、小鼠。

常用染色剂：3-5％苦味酸溶液，可染成黄色。第21页,共43页，星期六，2024年，5月

方法步骤：

(1)涂染原则：从左到右、从上到下。

(2)左前肢为l号、左侧腹部2号、左后肢3号。

(3)两耳后部4号、背中部5号、后肢背部6号。

(4)右前肢7号、右侧腹部8号、右后肢9号。

(5)尾巴根为10号。（6）额部为20号第22页,共43页，星期六，2024年，5月2、双色涂染法：

在每组动物不超过100只的情况下用。实验动物：大鼠、小鼠。

常用染色剂：

(1)3-5％苦味酸溶液，可染成黄色。

——作为“个”位数。

(2)0.5%中性红或品红溶液，可染成红色。——作为“十”位数。

第23页,共43页，星期六，2024年，5月方法步骤：

(1)用两种颜色同时进行染色标记。

(2)用苦味酸(黄色)染色标记作为个位数。(3)用品红(红色)染色标记作为十位数，（4）左前肢为10号、左侧腹部20号、左后肢30号，两耳后部40号、背部50号、后肢背部60号，右前肢70号、右侧腹部80号、右后肢90号第100号不作染色标记。

第24页,共43页，星期六，2024年，5月3、穿耳孔法

用专用耳空器在动物耳朵不同部位打一小孔或缺口表示一定号码的方法，原则是：左耳代表十位，右耳代表个位。实验动物：兔、犬、猪4、标牌法一般挂在动物的颈部、耳朵、脚上或实验动物：犬、猴5、烙印法6、剪毛法第25页,共43页，星期六，2024年，5月三、实验动物编号与分组

（二）分组：1、组别的要求：正常对照组模型组阳性药组药物不同剂量组第26页,共43页，星期六，2024年，5月（1）正常对照组

①要求不加任何处理，指在正常条件下进行观察和对照，给药组如是灌胃给药，对照组应用灌胃溶剂。

②目的对比观察模型是否成功；观察被试药能否使病理改变恢复正常。（2）阳性药对照组

①要求所选药必须是药典所有的或国家批准的药，如用西药，则采用公认的，疗效可靠的。

②目的说明所用方法的可靠性；对比新药的优劣和特点。（3）模型对照组

①要求除不用药外，其他处理同给药组，模型要符合中医证或病的模型。

②目的对比观察受试药的药理作用。第27页,共43页，星期六，2024年，5月（4）药物组

■一般应设三个剂量组，大动物，操作特殊困难者可设两个剂量组；■能够测出LD50的受试药物，动物试验给药剂量一般为1/10～1/5LD50；■很多中药制剂毒性甚小，无法测出LD50者，一般常用人用剂量（g或mg生药/kg体重）来折算动物用量；■正式实验时常以等效剂量作为中剂量或小剂量，大、中、小剂量差以2～3的等比级数为宜；

第28页,共43页，星期六，2024年，5月第29页,共43页，星期六，2024年，5月完全随机分组完全随机分组时将试验对象完全按随机原则分组。它的设计、分组、和统计处理都比较简单，但试验效率较低。例：将30只SD大鼠随机分配到甲、乙、丙3组。使用excel对试验对象完全随机分组的操作步骤如下:

（二）分组的方法第30页,共43页，星期六，2024年，5月1.在单元格A1、B1、C1中分别键入编号、随机号、分组号，随后在A2、A3中分别键入1、2，然后拖动鼠标利用excel的自动填充功能完成1～30的编号。2.在B2单元格键入“=RAND()”后回车产生一个随机数字，然后同样利用其自动填充功能在B2～B31生成一列随机数。需注意的是这里产生的随机数是会随着单元格的操作而变化的。故需选中“B2”至“B31”单元格区域,复制所选中的区域,并以数据格式进行选择性粘贴。

第31页,共43页，星期六，2024年，5月

3.选中A列、B列,单击菜单栏“数据”→“排序”,在弹出的对话框中,选择以‘’随机数”为排序的“主要关键字”,按“确定”按扭,则按B列随机数字的大小完成A列、B列的排序。4.分别在C2～C11、C12～C21和C22～C31单元格中,依次键入“1”、“2”、“3”;用鼠标同时选中A、B、C列,单击菜单栏“数据”→“排序”命令,在弹出的“排序”对话框中,选择以“编号”为排序的“主要关键字”,这样就可以得到各个实验对象的分组编号。（见表1）第32页,共43页，星期六，2024年，5月随机区组分组

随机区组分组是按照一定条件，将几个条件相同的试验对象分为一个区组，然后在每个区组内部按随机化原则，将每个对象分配到各组。例：将SD大鼠32只，体重180g～220g,按体重大小配成8个单位组,每个单位组中的4只大鼠随机分配接受A、B、C、D4种处理,试给出随机化分组的结果

1.在单元格A1、B1、C1中分别键入编号、区组号、随机号，随后在A2A3中分别键入1、2，然后拖动鼠标利用excel的自动填充功能完成1～32的编号。

2.在C2单元格键入“=RAND()”后回车产生一个随机数字，然后同样利用其自动填充功能在C2～C33生成一列随机数。需注意的是这里产生的随机数是会随着单元格的操作而变化的。故需选中“C2”至“C33”单元格区域,复制所选中的区域,并以数据格式进行选择性粘贴。

第33页,共43页，星期六，2024年，5月3.选中A、B、C列,单击菜单栏“数据”→“排序”,在弹出的“排序”对话框中,选择以“区组”为“主要关键字”排序“,随机数”为“次要关键字”排序,然后,单击“确定”按钮,即完成以区组单位的随机数字排序4.分别在C2～C11、C12～C21和C22～C31单元格中,依次键入“1”、“2”、“3”;用鼠标同时选中A、B、C列,单击菜单栏“数据”→“排序”命令,在弹出的“排序”对话框中,选择以“编号”为排序的“主要关键字”,这样就可以得到各个实验对象的分组编号。5.在“D1”中键入“分组号”,在“D2”、“D3”、“D4”和“D5”中分别依次键入“1”、“2”、“3”和“4”,对余下的各个区组,同样依次输入“1”、“2”、“3”和“4”,作为同一区组内4对象的分组号。第34页,共43页，星期六，2024年，5月

6.单击菜单栏“数据”→“排序”,在弹出的对话框中,选择“编号”为排序的“主要关键字”,单击“确定”按钮,这样就可以得到各个实验对象的分组编号。（见表2）第35页,共43页，星期六，2024年，5月②分层分组法：将动物先按雌雄分层，然后分别称体重，将体重相同的放在一起，不同体重的动物放在不同的动物盒中，按实验设计要求分别放在各组动物盒中，使每只动物都有相同的机会分配到各组，如此分组的结果，各实验组动物平均体重基本一致。

第36页,共43页，星期六，2024年，5月③抽签法：如有小鼠40只，要随机分为四组，可将小鼠从1-40编号，将准备的号签也编1-40号，然后将号签充分混合后，随机各抽10个号，然后对号将小鼠分配到各个组去；第37页,共43页，星期六，2024年，5月④摸球法：如实验所需设四组，即可用40只雌雄各半的小鼠，将小鼠按体重大小排列，雄性鼠编为1-20号，雌性鼠编为21-40号，然后用红、黄、蓝、绿四种彩球表示甲、乙、丙、丁四组，将数量相等四种颜色的球放入一个口袋里，充分混合后，每次摸取都要彻底混合，每次摸出一个，然后放回袋中，若第一次摸出是红球，就将第一鼠放入甲组，第二次摸出的绿球，就将第二号放入丁组，第三次摸出的又是红球，因已出现过红球，可不计再放回口袋，重新摸取，第四次摸出的篮球，将第三号鼠放入丙组，第四号鼠不必再摸球决定，剩下的乙组就是第四号鼠，如此类推，将鼠分配完毕。第38页,共43页，星期六，2024年，5月四、实验动物的麻醉

动物麻醉是消除动物手术疼痛，便于实验操作，保证动物安全，为手术创造良好的条件。动物全身麻醉分四期：1.第一期：随意兴奋期，出现运动与运动失调；2.第二期：不随意兴奋期，由意识完全丧失至规则的自动呼吸开始时止。3.第三期：外科麻醉期，4.第四期：延髓麻醉期，进入此期，麻醉已严重过量。第39页,共43页，星期六，2024年，5月麻醉方法与麻醉药麻醉方法：全身麻醉和局部麻醉，通过吸入、注射（静脉、皮下、肌肉、腹