基础医学-动物实验技术(研)2017

动物实验研究中动物选择的基本原则2021/10/101选择实验动物的原则一、相似性原则二、特异性原则三、适宜规格的原则四、标准化原则五、经济易获性原则六、借鉴与法规

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一、相似性原则尽量选用与人体结构、功能、代谢及疾病特征相似的动物。目的：对动物和人类疾病进行类比研究，解决人类疾病的预防和治疗问题。因此，动物的进化程度在选择实验动物时应是首先考虑的问题。2021/10/103两基因组的DNA序列相似性达99%；基因相似程度达到96%；人类只比黑猩猩多50个特殊基因。

从进化的角度看，非人灵长类动物与人最为近似。分析显示黑猩猩与人类基因相似程度达到96%(2005.9.2)。2021/10/104动物相似点小鼠老龄肝变化大鼠脾脏，老龄胰变化，老龄脾变化兔脾脏血管，脾脏，免疫，神经分布，鼓膜张肌豚鼠脾脏、免疫猫脾脏血管，蝶骨窦，表皮，锁骨，硬膜外，脂肪分布，鼓膜张肌狗垂体血管，肾动脉，脾脏，脾脏血管，蝶骨窦，肾脏血管，肝脏，表皮，核酸代谢，肾上腺神经分布，精神变化猪心血管分支，红细胞成熟，视网膜血管，胃肠道，肝脏，牙齿，肾上腺，皮肤，雄性尿道绵羊脾脏血管，汗腺山羊静脉管灵长类脑血管，肠循环（猩猩），胎盘循环，胰管，牙齿，肾上腺，神经分布，核酸代谢，坐骨区（新世界猴），脑（大猩猩），生殖行为，胎盘，精子牛升结肠马肺血管，胰管，肝脏人和实验动物在解剖、生理及代谢方面的相似点

2021/10/105建立人类疾病动物模型，可以下面几个方面将实验动物与人进行比较：1.结构和功能的相似性2.年龄状态的相似性3.生态或健康状况的相似性4.疾病特点的相似性5.操作实感的相似性2021/10/106二、标准化原则尽量选用符合国家标准的实验动物

标准化动物系遗传背景明确，具有已知菌丛和模型性状显著且稳定的动物。实验动物质量合格证，是标准化实验动物的标志。

动物购买：

具有动物生产和质量合格证的单位。2021/10/107

三、特异性原则

1尽量选用解剖、生理特点符合实验目的要求的动物，是保证实验成功的关键因素。很多实验动物具有某些解剖生理特点，为实验所要观察的器官或组织等提供了很多的便利条件，如能适当使用，将减少实验准备方面的麻烦，降低操作难度，使实验容易成功。2021/10/108

家犬的甲状旁腺位于甲状腺的表面，位置比较固定，大多数在两个甲状腺相对应的两端上.

家兔的甲状旁腺分布比较散，位置不固定，除甲状腺周围外，有的甚至分布到主动脉弓附近，因此做甲状旁腺摘除实验，应选用家犬而不能选用兔。2021/10/109

家兔颈部最粗、白色的为迷走神经，中间最细的为减压神经，较细、呈灰白色的为交感神经，它们是分别存在、独自行走的。而马、牛、猪、犬、猫、蛙等其他动物的减压神经并不单独行走，而是行走于迷走、交感干，或迷走神经之中。因此要观察减压神经对心脏的作用时，就必须选用家兔。2021/10/1010家兔胸腔内构造与其它动物不同，胸腔中央由纵膈连于顶壁、底壁及后壁之间将胸腔分为左右两部，互不相通，纵膈由膈胸膜和纵膈胸膜两层纵膈膜组成。肺被肋胸膜和肺胸膜膈开，心脏又被心包胸膜隔开。因此，开胸后打开心包胸膜暴露心脏进行实验操作时，只要不弄破纵隔膜，动物不需要作人工呼吸。猫、狗等其他动物开胸后一定要作人工呼吸，才能进行心脏操作。2021/10/1011

长爪沙鼠脑底动脉环后交通支缺损，没有联系颈内动脉系统和椎底动脉系统的后交通动脉，不能构成Willis动脉环，是复制脑缺血动物模型的首选动物。2021/10/10122充分利用不同品系实验动物存在的某些特殊反应不同种系实验动物对同一因素的反应往往是相似的，即共同性，但也有特殊反应，有特殊性。家兔对体温变化十分敏感——发热、解热和检查致热原等实验研究。小鼠和大鼠体温调节不稳定，不宜选用；家兔对放射线十分敏感，发生休克，常选用小鼠、大鼠、犬和猴等。鸽子、家犬、猴和猫的呕吐反应敏感——适宜做呕吐实验。家兔、豚鼠等草食动物呕吐反应不敏感，小鼠和大鼠无呕吐反应。豚鼠易于过敏——过敏性实验研究。2021/10/10131、年龄

不同品种（品系）的实验动物其寿命各不相同，年龄不同，生物学特性不同，受到外界因素作用时，可呈现不同的反应。

如果对狗和小鼠均观察一年，所反应的发育过程是不同的；即使同样是狗，不同的年龄阶段所得的实验数据也不尽相同。一般实验应该选择性成熟的青壮年动物为宜。幼龄动物的某些功能尚不完善，而老年动物的各系统功能和代谢作用均下降，除特殊试验外（如老年医学研究），也不宜选用。四、适宜规格的原则2021/10/1014

实验动物年龄与体重一般呈正相关，可按体重推算年龄。例如KM小鼠6周龄时雄性约为32g，雌性28g；Wistar大鼠雄性约为180g，雌性160g。一般来说，选择的实验动物年龄、体重应尽可能一致，若相差悬殊，则易增加动物反应的个体差异，影响实验结果的准确性。不同品种、品系的动物都有各自的生长曲线，如大小鼠，同龄而不同品种、品系，其体重有差异。42天Wistar雄性187g雌性166g

SD雄性206g雌性172g2、体重2021/10/10153、性别性别不同，对实验的敏感程度也不同。如用戊巴比妥钠麻醉大鼠，雌性动物的敏感性是雄性动物的2.5～3.8倍；雌性小鼠对四环素毒素的耐受力低于雄鼠。一般来说，若对实验动物性别无特殊要求，则宜选用雌雄各半，以避免因性别差异所造成的结果误差。

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4、生理状况动物如果怀孕、哺乳、换毛等，对实验结果影响很大，因此实验不宜选用处于特殊生理状态下的动物进行。家兔有年龄性换毛和季节性换毛，每年的4～5月和9～10月为季节性换毛。年龄性换毛有两次，出生100天时第一次，5月龄时第二次。换毛时家兔的抵抗力最差，尤其是第二次年龄性换毛时更差。在实验过程中发现动物怀孕，则体重及某些生理、生化指标均可受到严重影响，有时应将怀孕动物剔除。2021/10/1017

不同药物或化合物，在不同种系动物上引起的反应是有很大差异的。这些在选择实验动物时必须加以注意。实验动物对某些药物反应的差异雌激素能终止大鼠、小鼠妊娠但不能终止人的妊娠吗啡对犬、兔、猴、大鼠、人中枢抑制对小鼠、猫有兴奋安妥明（降血脂药）使家犬下肢瘫痪对其它动物无此副作用鹤草酚（驱虫药）使家犬失明对猴无此副作用苯引起家兔白细胞减少狗白细胞增多苯胺及其衍生物引起犬、猫、豚鼠与人相似的病理变化－变性血红蛋白，对家兔则不易引起，对鼠则完全不产生。

5、品种、品系的不同2021/10/1018五、经济易获性原则

尽量选用结构与功能简单又能反映研究指标的动物复制动物模型时，在条件允许的情况下，尽量考虑与人相似、进化程度高的动物作模型。但不能因此就认为进化程度越高等的动物其所有器官和功能越接近人类。动脉粥样硬化：非人灵长类，病变部位经常在小动脉，与人类分布不同；鸽子作模型，胸主动脉出现的黄斑面积可达10%，镜下变化与人也较相似。果蝇具有生活史短（12天），饲养简便，染色体少（4对），唾液腺染色体制作容易等优点，是遗传学研究的绝好材料。2021/10/1019

不应一味追求进化程度高的动物，进化程度高或结构功能复杂的动物有时会给实验条件的控制和实验结果的获得带来难以预料的困难。除了经费开支之外，还会影响试验的周期。在不影响实验结果正确性的前提下，尽量选用结构功能相似又能反映研究指标、易获得、最经济、最易饲养管理的动物。2021/10/1020六、借鉴与法规

充分查阅与课题相关的实验动物及动物实验两方面的文献。了解本领域、本项目以往使用实验动物情况和研究成果。科研的创新并不是不要前人的东西，相反，前人在科研、生产等方面总结的经验，是科学工作者实践和智慧的结晶。充分利用前人的成果，可以避免重复研究。例如C57BL小鼠常用于Lewis肺癌和B16黑色素瘤的移植，DBA/2常用于P388和L1210淋巴细胞白血病的研究，BALB／c小鼠常用来制备单克隆抗体。2021/10/1021充分考虑有关实验动物政策法规及伦理道德问题我国制定了关于实验动物和动物实验方面的政策、法规、国家标准和规范。国际上要求动物实验达到良好实验室操作规范（GLP）和标准操作程序（SOP），对实验动物选择和应用、实验室条件、工作人员素质、技术水平和操作方法都要求标准化。“3R”原则：目前在国内外已被普遍关注和接受，它不但体现了对于实验动物的爱惜、保护和伦理道德，同时也体现了科学地进行动物实验的观念。2021/10/1022第十章动物实验基本技术实验动物学部郑龙2021/10/1023一、动物实验前的准备（一）严格遵守“3R”原则（二）完善实验设计（三）动物实验室的选择（四）实验动物的购买（五）饲料、垫料、饮水的准备2021/10/10241

动物实验方法是多种多样的，在生物医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共性的，如动物的抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、处死等，不管是从事何种课题的生物医学研究都要用这套基本方法。2021/10/1025实验动物的抓取与固定实验动物的编号和分组实验动物的麻醉方法实验动物的除毛、给药方法实验动物的采血法实验动物的处死动物尸体及废弃物的无害化处理动物实验中应注意的问题二、动物实验基本技术2021/10/1026第一节实验动物的抓取与固定小鼠大鼠豚鼠兔犬猪蟾蜍猴2021/10/1027一、小鼠抓取固定方法

抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤。以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。2021/10/1028二、大鼠的抓取固定方法抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。2021/10/1029大鼠的抓取也可伸开左手之虎口，迅速将拇指、食指插入大鼠腋下，虎口向前，其余三指及掌心握住大鼠身体中段，并将其保持仰卧位，调整左手拇指位置，紧压在下颌骨上，注意不要过紧造成大鼠窒息。2021/10/1030大小鼠的固定：若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上2021/10/1031大、小鼠尾静脉注射2021/10/1032三、家兔

抓取：实验家兔多数饲养在笼内，所以抓取较为方便，一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上，这样就避免了抓取过程中的动物损伤。注意事项：家兔比较驯服，不会咬人，但脚爪较尖，应避免家兔在挣扎时抓伤皮肤。

2021/10/1033不正确的家兔抓取方法2021/10/1034

家兔的固定方法可根据需要而采用：①盒式固定，常用作兔耳血管注射、采血或观察兔耳血管变化，兔脑内接种等操作固定；②台式固定，常用作兔静脉采血或测量血压、呼吸等实验和技术操作时的固定；2021/10/1035③架式固定，常用于作热源试验时固定。2021/10/1036四、豚鼠

豚鼠胆小易惊，抓取时必须稳、准、迅速。先用手掌扣住鼠背，抓住其肩胛上方，将手张开，用手指环握颈部，另一只手托住其臀部，即可轻轻提起、固定。2021/10/1037五、蟾蜍抓取蟾蜍时，可先在蟾蜍体部包一层湿布，用左手将其背部贴紧手掌固定，把后肢拉直，并用左手的中指、无名指及小指夹住，前肢可用拇指及食指压住，右手即可进行实验操作。抓取蟾蜍时不要挤压两侧耳部突起的毒腺，以免蟾蜍将毒液射到使用者眼睛里。需要长时间固定时，可将蟾蜍麻醉或毁脑脊髓后，用大头针钉在蛙板上。2021/10/1038六、狗用狗做实验时，为防止其咬伤操作人员，一般先将狗嘴绑住。对实验用狗，如毕格狗或驯服的狗，绑嘴时操作人员可从其侧面靠近并轻轻抚摸颈部皮毛，然后迅速用布带绑住狗嘴；对家养的笨狗或未经驯服的狗，先用长柄捕狗狗夹夹住狗的颈部，将狗按倒在地，再绑嘴。2021/10/1039七、猪2021/10/1040八、猴饲养人员可以用网罩捕捉笼内饲养的猕猴。方法是以右手持短柄网罩，左臂紧靠门侧，以防笼门敞开时猕猴逃出笼外。右手将网罩塞入笼内，由上而下罩捕。在猕猴被罩到后，应立即将网罩翻转取出笼外，将猴罩在地上，由罩外抓住猴的颈部，轻掀网罩，再提取猴的手臂反背握住，此时，猴不能逃脱。2021/10/1041第二节实验动物的编号和分组

一、编号实验动物常需要标记以示区别。编号的方法很多，根据动物的种类数量和观察时间长短等因素来选择合适的标记方法。

(一)挂牌法：将号码烙压在圆形或方形金属牌上(最好用铝或不锈钢的,它可长期使用不生锈)，将号码按实验分组编号烙在栓动物颈部的皮带上，将此颈圈固定在动物颈部。该法适用于狗等大型动物。2021/10/1042

(二)打号法：用刺数钳(又称耳号钳)将号码打在动物耳朵上。打号前用蘸有酒精的棉球擦净耳朵，用耳号钳刺上号码，然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。

(三)针刺法：用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水，在耳部、前后肢以及尾部等处刺入皮下，在受刺部位留有一黑色标记。该法适用于大小鼠、豚鼠等。在实验动物数量少的情况下，也可用于兔、狗等动物。2021/10/1043(四)化学药品涂染动物被毛法：这种标记方法在实验室最常使用，也很方便。使用的颜料一般有3-5%苦味酸溶液（黄），2%硝酸银（棕黄色）溶液和0.5%中性品红（红色），龙胆紫溶液（紫色）等。标记时用毛笔或棉签蘸取上述溶液，在动物体的不同部位涂上斑点，以示不同号码。2021/10/1044编号的原则是：先左后右，从上到下。一般把涂在左前腿上的计为1号，左侧腹部计为2号，左后腿为3号，头顶部计为4号，腰背部为5号，尾基部为6号，右前腿为7号，右侧腰部为8号，右后腿计为9号。2021/10/1045若动物编号超过10或更大数字时，可使用上述两种不同颜色的溶液，即把一种颜色作为个数，另一种颜色作为十位数，这种交互使用可编到99号，假使把红的记为十位数，黄色记为个位数，那么右后腿黄斑，头顶红斑，则表示是49号鼠，其余类推。2021/10/1046染色法多用于实验周期较短，动物数量不多的情况。这种方法标号简单，动物无疼痛和损伤.。但由于动物之间互相摩擦、舔毛，尿、水浸渍被毛或脱毛，或因日久颜色自行消退等原因，不宜用于长期的实验。此法主要用于大、小鼠、豚鼠和白色家兔。2021/10/1047(五)打耳孔法

打耳孔法是用专用打孔机直接在动物耳朵上打孔编号,根据打在耳朵上的部位和孔数来区分实验动物的方法。也可用剪刀在动物耳廓上剪缺口的方法。进行上述操作时，动物要进行局部麻醉，打孔后打孔部位要进行消毒。

2021/10/10482021/10/1049(六)耳标法将带有号码的金属耳标于耳根部刺透固定,动物可永久性携带。2021/10/1050（七)电子芯片法目前国际比较流行的永久性标记法，在动物的颈背部皮下埋入预先编好号码的微型集成电路片，用特种读取数据的装置进行鉴别，方便读取。可同时读出动物的编号和体温。猫、狗、鼠、宠物貂、金龙鱼、鲑鱼、马、兔子等2021/10/1051（八）纹身法：使用电动加墨器在动物耳内侧无血管的部位、前胸被毛较少的部位或尾上印上墨汁，可终身标记。

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二、分组

1.分组的原则：动物分组应按随机分配的原则，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组与对照组中去，以避免各组之间的差别，影响实验结果，特别是进行准确的统计检验，必须在随机分组的基础上进行。每组动物数量应按实验周期长短、实验类型及统计学要求而定。如果是慢性实验或需要定期处死动物进行检验的实验，就要求选较多的动物，以补足动物自然死亡和认为处死所丧失的数量，确保实验结束时有合乎统计学要求的动物数量存在。2021/10/10532.建立对照组。分组时应建立对照组。（1）自身对照组：实验动物本身在实验处理前、后两个阶段的各项相关数据就分别是对照组和实验组的实验结果，此法可排除生物间的个体差异。（2）平行对照组：阳性对照组：给实验组动物使用已知有效的某种处理手段或药物；阴性对照组：与实验组采用同样的方法进行处理，但并不采用实验所要求的药物或手段（如假手术或注射生理盐水）；空白对照组：不给任何处理。2021/10/1054第三节实验动物的麻醉方法

为了保障实验动物的安全，消除实验过程中所致的疼痛和不适感觉，满足动物福利的要求，确保实验顺利进行就要对动物进行麻醉。

麻醉：表示知觉/感觉丧失。感觉丧失可以是局部性的，即体现在身体的某个部位，也可以是全身性的，即体现为病人全身知觉丧失，无意识。2021/10/1055（一）动物的麻醉方法:全身麻醉和局部麻醉1．全身麻醉（1）吸入法气体吸入麻醉的优点是：动物进入麻醉快，苏醒快，容易控制麻醉深度，安全性好。动物的发病率和死亡率低，动物手术的成功率高。乙醚麻醉兔及大鼠、小鼠，将动物放入玻璃麻醉箱内，把装有浸润乙醚棉球的小烧杯放入麻醉箱，不久动物出现异常兴奋，不停地挣扎，随后排出大小便。渐渐地动物由兴奋转为抑制，倒下不动，呼吸变慢。2021/10/1056在继续给药过程中,时常检查角膜反射和瞳孔大小。2021/10/1057（2）腹腔和静脉给药麻醉法腹腔给药麻醉多用于大小鼠和豚鼠，较大的动物如兔、狗等则多用静脉给药进行麻醉。缺点是剂量不易掌握，剂量过大会造成动物麻醉过度死亡，剂量过小动物不能进入麻醉状态或较慢。所以在腹腔和静脉麻醉时，一定控制药物的浓度和注射量。麻醉剂注射动物后，必须经肝赃代谢完后，动物才苏醒，所以麻醉时间长，不能调节。在注射麻醉药物时，先用麻醉药总量的2/3，密切观察动物生命体征的变化，如已达到所需麻醉的程度，余下的麻醉药则不用，避免麻醉过深抑制延脑呼吸中枢，导致动物死亡。2021/10/10582.动物局部麻醉方法：局部麻醉（localanaesthesia）是应用局部麻醉药暂时阻断身体某一区域的神经传导而产生麻醉作用，简称局麻。局麻简便易行，安全性大，能保持动物清醒，对生理功能干扰小，并发症少。适用于较表浅局限的中小型手术。局部麻醉包括表面麻醉，局部侵润麻醉，区域麻醉，神经阻滞。2021/10/1059（二）、常用的麻醉药1.常用局部麻醉剂。普鲁卡因，此药毒性小，见效快，常用于局部浸润麻醉，用时配成0.5％～1％溶液；利多卡因，此药见效快，组织穿透性好，常用0.25％～0.5％溶液。2.常用全身麻醉剂（1）乙醚：乙醚吸入法是最常用的麻醉方法，各种动物都可应用。乙醚麻醉的优点多，如麻醉深度易于掌握，比较安全，而且麻醉后恢复比较快。2021/10/1060

由于乙醚局部刺激作用大，可刺激上呼吸道黏液分泌增加，通过神经反射扰乱呼吸、血压和心脏的活动，并且容易引起窒息，在麻醉过程中要注意。需在麻醉前给予一定量的吗啡和阿托品（基础麻醉），通常在麻醉前20～30min，皮下注射盐酸或硫酸吗啡（每公斤体重5～10mg）及阿托品（每公斤体重0.1mg）。其他：异氟烷、恩氟烷、地氟烷、七氟烷，氧化亚氮等。2021/10/1061（2）戊巴比妥钠：此药麻醉时间不很长，一次给药的有效时间可延续3～5h，所以十分适合一般实验要求。给药后对动物循环和呼吸系统无显著抑制作用，药品价格也很便宜。用时配成1％～３％生理盐水溶液，必要时可加温溶解，配好的药液在常温下放置1～2月不失药效。戊巴比妥钠是最常用的麻醉剂，有兽用、人兽共用的产品，使用时应注意药品质量。2021/10/1062（3）硫喷妥钠：硫喷妥钠为超速效巴比妥类药物，为淡黄色粉末，有硫臭，易吸水，装在安瓿中保存。其水溶液不稳定，故必须临时配制，常配浓度为1％～5％，在4℃冰箱中保存，在室温中则只能保存24h。该药麻醉诱导和苏醒时间短，一次用药仅可维持0.5-1h。因此，一般用作为诱导麻醉或基础麻醉。其副作用：对呼吸系统有明显的抑制作用，不宜与吗啡合用。2021/10/1063(4)氨基甲酸乙酯(乌拉坦)：氨基甲酸乙酯（urethane）又名乌拉坦、乌来糖。可导致较持久的浅麻醉，对呼吸无明显影响。常用于免、猫、狗、蛙等动物。氨基甲酸乙酯对兔的麻醉作用较强，是家兔急性实验常用的麻醉药。对猫和狗则奏效较慢，诱发大鼠和兔产生肿瘤，需长期存活的慢性实验动物最好不用它麻醉。

本药易溶于水，使用时可配成20%～25%的溶液。优点：价廉，使用简便，安全范围大，一次给药可维持4-5h，且麻醉过程较平稳，动物无明显挣扎现象。缺点：苏醒慢，麻醉深度和使用剂量较难掌握。2021/10/1064麻醉成功标志角膜反射迟钝或消失肢体肌肉松弛疼痛反射消失呼吸变深变慢

2021/10/1065三、使用全身麻醉剂的注意事项1．麻醉剂用量。使用麻醉剂除参照一般标准外，还应考虑个体对药物的耐受性。一般说，衰弱和过胖的动物，其单位体重所需剂量较小，在使用麻醉剂过程中，随时检查动物的反应情况。2．动物在麻醉期体温容易下降，要采取保温措施。保温的方法有，电褥、台灯照射等。3．静脉注射必须缓慢，配制的药液浓度要适中不可过高。同时观察肌肉紧张、角膜反射和对皮肤夹捏的反应。4．在寒冷冬季做慢性实验时，麻醉剂在注射前应先加热至动物体温水平。

2021/10/1066第四节动物除毛和给药的方法一、除毛方法1.剪毛法。将动物固定后，先用蘸有水的纱布把被毛浸湿，再用剪毛剪紧贴皮肤剪去被毛。给犬、羊等动物采血常用此法。2.拔毛法。用拇指和食指拔去被毛的方法。在兔耳缘静脉注射或尾静脉注射时常用此法。2021/10/10673.剃毛法。剃毛法是用剃毛刀剃去动物被毛的方法。如动物被毛较长，先要用剪刀将其剪短，再用刷子蘸温肥皂水将剃毛部位浸透，然后再用剃毛刀除毛。本法适用于暴露外科手术区。4.脱毛法。脱毛是指用化学脱毛剂将实验动物被毛脱去，适用于无菌手术的准备以及观察动物皮肤血液循环和病理变化。方法：首先将被毛剪短，然后用棉球蘸取脱毛剂，在所需部位涂一薄层，2～3min后用温水洗去脱落的被毛，用纱布轻轻擦干备用，小心不要损伤皮肤。2021/10/1068常用的脱毛剂配方：（1）硫化钠3g、肥皂粉1g、淀粉7g，加水适量调成糊状。（2）硫化钠8g、淀粉7g、糖4g、硼砂1g,加水75ml。（3）硫化钠8g,溶于100ml水中以上三种配方适合于家兔、大鼠、小鼠等小动物的脱毛。（4）硫化钠10g、生石灰15g，溶于100ml水中，此配方适用于犬等大动物的脱毛。纯硫化钠为无色结晶粉末。吸潮性强，易溶于水。水溶液呈强碱性反应。触及皮肤和毛发时会造成灼伤，对皮肤和眼睛有腐蚀作用，故硫化钠俗称硫化碱。受撞击或急速加热可发生爆炸。遇酸分解，放出剧毒的易燃气体。该品在胃肠道中能分解出硫化氢，口服后能引起硫化氢中毒。2021/10/1069二、给药方法在动物实验中，需将药物通过一定的途径给入到动物体内，才能观察实验动物对药物的反应。给药的途径和方法是多种多样的，可以根据实验目的，实验动物种类、敏感途径和药物类型等情况而定。注射给药:皮下、皮内、肌肉、腹腔、静脉……经口给药:口服、灌胃呼吸给药：粉尘、气雾皮肤给药：涂抹其他方法：脊髓腔、脑内、关节腔、直肠……2021/10/10701.注射给药法（1）皮下注射：皮下注射较为简单，一般选取背部皮下及后肢皮下。注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，把针尖轻轻向左右摆动，容易摆动则表明已刺入皮下，然后注射药物，拔针时，轻按针孔片刻，以防药液逸出。。2021/10/1071（2）皮内注射：此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器细针头，紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。注射后因局部皮肤缺血，在注射部位可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘，为防止药液外溢，最好使用棉签轻按片刻。2021/10/1072（3）肌肉注射：当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位。如猴、狗、猫、兔可注入两侧臀部或股部肌肉。大鼠、小鼠、豚鼠因其肌肉较小，不常作肌肉注射，如需肌注，可注射入大腿外侧肌肉。用5～6号针头注射，小鼠每腿不超过入0.1ml。为防止药物进人血管，注药液之前要回抽针栓，如无回血则可注药，注射完毕后用手轻轻按摩注射部位，帮助药物吸收。

2021/10/1073（4）腹腔注射：先将动物固定，腹部用酒精棉球擦拭消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5cm，再使针头与皮肤呈45°角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。此法在大小鼠使用较多。2021/10/1074（5）静脉注射：是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速发挥效用。1.小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内，用75％酒精棉球反复擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化。2021/10/1075以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。开始注射时宜少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，这时用左手指将针和尾一起固定起来，便可进行注射。如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺。如需反复注射，尽量从尾的末端开始。一次的注射量为0.1～0.2ml/10g体重。2021/10/10762.兔的静脉注射：一般采用外耳缘静脉。将兔置固定盒内或由助手固定好动物，操作者将注射部位的毛拔去并用酒精棉轻轻擦拭耳部外缘，静脉即明显可见。先由耳尖部静脉注射，若失败，再逐步向耳根移动重新注射。注射完毕抽出针头时，应压迫针孔，避免出血。

2021/10/107775%酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧远心端。右手从静脉的远端刺入血管，移动拇指于针头上固定，放开食指、中指，将药液注入。2021/10/10783.豚鼠的静脉注射：

耳缘静脉注射、跖静脉注射、舌下静脉注射。2021/10/10794.犬的静脉注射：前肢外侧皮下头静脉：位于前脚爪的上方背侧的正前位。后肢外侧的小隐静脉：位于后肢胫部下三分之一的外侧浅表皮下，由前侧方向后行走。注射部位除毛后，在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉的远心端将注射针头平行血管刺入，回抽注射器针栓，如有回血，即可放开橡皮带，将药液缓缓注入。

2021/10/1080几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升）注射途径小鼠大鼠豚鼠兔狗腹腔0.2-1.01-32-55-105-15肌肉0.1-0.20.2-0.50.2-0.50.5-1.02-5静脉0.2-0.51-21-53-105-15皮下0.1-0.50.5-1.00.5-21.0-3.03-102021/10/10812.经口给药法（1）口服法：把药物放入饲料或溶于饮水中让动物自动摄取。此法优点在于简单方便，缺点是不能保证剂量准确。一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验，制造某些与食物有关的人类疾病动物模型。

二乙基亚硝胺（DEN）诱发大鼠肝癌；黄曲霉素诱发大鼠肝癌：每日饲料中含0.001～0.015ppm，混入饲料中喂6个月后，肝癌诱发率达80%。2021/10/1082（2）灌胃法：灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成或直接采用灌胃管。灌胃针的尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空的。焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道。针头金属球端弯曲成20°左右的角度，以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。2021/10/1083鼠类的灌胃法：用左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口腔插入，压迫鼠的头部，使口腔与食道成一直线，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，可感到轻微的阻力，此时可略改变一下灌胃针方向，以刺激引起吞咽动作，顺势将药液注入。一般灌胃针插入小鼠食道深度为3～4cm，大鼠或豚鼠为4～6cm。常用灌胃量小鼠为0.2～1ml，大鼠1～4ml，豚鼠1～5ml。注意在插入以后如果针头不在食管内，则动物剧烈挣扎，此时应拔出重新操作。2021/10/1084一篇博士生论文，讲的是用中药汤剂，治疗裸鼠移植性肿瘤。具体方法为，每次3ml灌胃，每天3次，10天后肿瘤体积减少，得出结论为治疗有效。成年小鼠一般体重40g，胃容量0.8-1.5ml，一天的量为9ml。40kg人，每天得喝9L汤药。

小鼠肯定痛苦不堪，迅速消瘦，肿瘤细胞较正常组织对营养的依赖更大，变小是肯定的，但不是汤药的作用，是“饥饿疗法”的结果。2021/10/1085家兔灌胃用开口器及灌胃器

一次灌胃量：80-100ml灌胃管：14号导尿管2021/10/1086犬灌胃方法一次灌胃量：200-250ml猪灌胃方法2021/10/10873.其他途径给药方法（1）呼吸道给药：粉尘型药或喷雾使用的药物或需要通过气溶胶感染的方式进行微生物感染动物实验时，需要呼吸道给药。如实验时给动物做乙醚吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用较广泛。2021/10/1088（2）皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，观察药液经皮肤吸收的反应。2021/10/1089三、实验动物用药量的确定及计算方法

观察一种药物对实验动物的作用时，一个重要的问题就是给动物用多大的剂量较合适。剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能引起动物中毒致死。1、动物给药量的确定（1）先用少量小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量,然后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一作为应用剂量，一般可取1/10～1/5。

2021/10/1090

（2）确定剂量后，如第一次用药的作用不明显，动物也没有中毒的表现,可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律时，则更应慎重分析。（3）用大动物进行实验时,为防止动物中毒死亡,开始的剂量可采用鼠类的1/15～1/2,以后可根据动物的反应调整剂量。

2021/10/1091（4）确定动物给药剂量时，要考虑动物的年龄和体质，一般来说确定的给药剂量是成年动物的剂量，如是幼龄动物，剂量应减少。犬：＞6月1份药量

3～6月1/2份

45日～89日1/4份

20日～44日1/8份

10～19日1/16份2021/10/1092（5）确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所用剂量也不同。口服量100

皮下注射量30～50

肌肉注射量20～30

静脉注射量252021/10/1093

2、用药量换算方法

(1)人与动物对同一药物耐受性不同，一般动物的耐受性要比人大，单位体重的用药量动物比人要高。必须将人的用药量换算成动物的用药量。一般可按下列比例换算：人用药量：1

小鼠、大鼠：25～50

兔、豚鼠：15～20

狗、猫：5～10

以上系按单位体重口服用药量换算。如给药途径为静脉、皮下、腹腔注射，换算比例应适当减小些。2021/10/1094举例：一个成年人按60kg体重，口服药物需12ml；200g大鼠灌胃量为多少？

12／60×200／1000＝0.04ml

0.04×（25-50）=1-2ml2021/10/1095按动物体表面积计算的方法:

人的体表面积跟体重有关系,动物的体表面积也与体重有关系。动物的用药量可以通过体表面积进行换算，Meeh-Rubner公式如下：

A＝K×（W2／3／10000）

A＝体表面积，m2

W=体重，ｇ

K=常数：

小鼠、大鼠＝9.1,豚鼠=9.8,家兔=10.1,猫=9.8,犬=11.2,猴＝11.8,人＝10.6,

2021/10/1096举例:

试计算体重1.5kg家兔的体表面积？

A=10.1×(15002/3/10000）计算得A＝0.1324m2

2021/10/1097举例:

某药物大鼠灌胃的剂量为250mg/kg,试估计狗灌胃计量？一般大鼠的体重为200g,狗体重按10kg：

A大鼠=9.1×(2002/3/10000)=0.0311m2

A狗＝11.2×(100002/3/10000)=0.5198m2

大鼠250mg/kg的剂量换算成mg/m2:250×200/1000/0.0311=1608mg/m2

1608mg/m2×0.5198m2=835.8mg(10kg狗的灌胃量）

835.8mg／10kg＝84mg/kg(换算成mg/kg).2021/10/1098第五节实验动物的采血法

实验研究中，经常要采集实验动物血液进行常规质量检测、细胞学实验或生物化学分析，故必须掌握正确的采集血液的技术。采血方法的选择，主要由实验目的和所需血量及动物种类决定。2021/10/1099采血对机体的影响血糖水平、皮质类固醇激素、催乳激素、肾上腺素、生长激素、胰岛素、血管紧张肽酶原和血清酶类。低于10％的血量丧失，动物通常无明显临床症状；15-20％的血量丧失动物出现动脉压和心血输出量下降；血液进一步丧失，则心输出量、血压和组织灌流量均下降，严重时发展为失血性休克，甚至威胁生命。介入性采血对动物的影响不仅是血容量的丧失，血液丧失的比率、采血位置和方法、技术人员的熟练程度、麻醉的种类、动物的年龄和性别、动物的营养和健康状况均为重要因素。2021/10/10100采血量10％-10％规则，实际上，大多数动物的血容量不到体重的10％；一般单次采血量不高于全身血容量的10％，短期的反复采血（间隔24h)，每次采血量不宜超过全血量的1％，每周采血8％，其血红蛋白需数周才能恢复至正常浓度。200g大鼠，按7.4％，全血容量14.4ml，单次采血1.4ml是安全的，反复采血每次不宜超过0.14ml。2021/10/10101动物采血量的确定在一项猴动物实验中，要求每次采血10ml/次，一周3次，连续3月。这点血对人来说不算什么，对4kg的猴是不可以的。4kg的猴血量大致350ml，算一算就知道为什么不行了。2021/10/10102施新遒主编《医用实验动物学》2021/10/10103一、大鼠、小鼠的采血方法1.尾部采血尾侧静脉采血：大鼠，0.5-1ml

大鼠置固定器中-----以手指、橡胶绳或曲别针对位根部施压-----采血部位消毒-----以空针刺入侧面尾静脉-----放开止血带、血液流出（去除针头的空针连接口让血液自然流出可减少溶血----拔出针头、纱布止血

2021/10/10104腹侧尾动脉采血：1－1.5ml

大鼠置固定器中或乙醚麻醉-----背侧卧-----用手压住距尾尖5cm处至动脉清晰可见-----在按压手指前1-2cm处进针-----采血后纱布按压止血

2021/10/10105尾静脉切口采血：小鼠、大鼠，0.1-0.2ml

固定器固定，在距尾尖1cm处消毒后，以刀片在尾侧面切口可取少量血液，通常轻压即可止血。剪尾采血：固定器固定，将尾尖剪去约5mm，从尾根部向尾尖部按摩，血即从断端流出。用此法每只鼠可采血10余次。小鼠可每次采血约0.1ml，大鼠约0.4ml。需血量很少时常用本法，如做红、白细胞计数、血红蛋白测定、制作血涂片等可用此法。注意：以上方法在采血前以温水加热几分钟，均可促进血液流出。2021/10/101062.眼眶后静脉丛采血：穿刺采用毛细管。左手拇指及食指抓住鼠两耳之间的皮肤使鼠固定，并轻轻压迫颈部两侧，使眼球充分外突。右手持取血管，将其尖端插入内眼角与眼球之间，刺入Tenon筋膜，然后由鼻侧眼眶平行地对喉头方向推进，深约4-5mm，到达后眼眶静脉丛，血液自然进入吸管内。采血结束后，拔出取血管，放松左手，出血即停止。

用本法在短期内可重复采血。小鼠一次可采血0.2～0.3ml，大鼠一次可采血0.5～1.0ml。2021/10/101073.颈(股)静脉或颈(股)动脉采血：鼠经麻醉后，做颈静脉或颈动脉分离术，用注射器抽出所需血量；剪开腹股沟处皮肤，即可看到股静脉，把此静脉剪断或用注射器采血即可，股动脉较深需先剥离，再采血。2021/10/101084.摘眼球采血：用左手固定动物，压迫眼球，尽量使眼球突出，右手用镊子或止血钳迅速摘除眼球，眼眶内很快流出血液。

5.心脏采血：小鼠少用，可用于大鼠一次性（开胸）或多次采血（不开胸）。

2021/10/101096.肝门静脉、腹主动脉采血最好先将动物麻醉，仰卧固定在手术台上，从腹正中线皮肤切开腹腔，使门静脉或腹主动脉清楚暴露，用注射器吸出血液。或用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术剪刀，剪断动脉，使血液喷入容器。2021/10/10110二、豚鼠采血方法1.耳缘剪口采血将耳消毒后，用锐器（刀或刀片）割破耳缘，在切口边缘涂抹20%柠檬酸钠溶液，阻止血凝，则血可自切口自动流出，进入容器。此法能采血0.5ml左右。

2.心脏采血。用手指触摸，选择心跳最明显的部位，把注射针刺入心脏，血液即流入针管。心脏采血时所用的针头应细长些，以免发生采血后穿刺孔出血。3.股动脉采血2021/10/10111三、兔的采血方法1.耳缘静脉采血。将兔固定，拔去耳缘静脉局部的被毛，消毒，用手指轻弹兔耳，使静脉扩张，用针头刺耳缘静脉末端，或用刀片沿血管方向割破一小切口，血液即流出。本法为兔最常用的采血方法，可多次重复使用。2.耳中央动脉采血兔耳的中央有一条较粗、颜色较鲜红的中央动脉，用左手固定兔耳，右手取注射器，在中央动脉的末端，沿着动脉平行地向心方向刺入动脉，即可见动脉血进入针筒，取血完毕后注意止血。2021/10/101123.心脏采血将家兔仰卧固定，在第三肋间胸骨左缘3毫米处注射针垂直刺入心脏，血液随即进入针管。注意事项有：⑴动作宜迅速，以缩短在心脏内的留针时间和防止血液凝固；⑵如针头已进入心脏但抽不出血时，应将针头稍微后退一点。⑶在胸腔内针头不应左右摆动以防止伤及心、肺。一次可取血20-25ml。2021/10/10113四、犬的采血方法1.后肢外侧小隐静脉采血。后肢外侧小隐静脉位于后肢胫部下三分之一的外侧浅表皮下，由前侧方向后行走。采血时，将动物固定，局部剪毛、消毒，采血者左手紧握剪毛区上部或扎紧止血带，使下部静脉充血，右手用连有6号或7号针头的注射器刺入静脉，左手放松，以适当速度抽血即可。2.前肢背侧皮下头静脉采血。前肢背侧皮下头静脉位于前脚爪的上方背侧的正前位。采血方法同上。

2021/10/101143.股动脉采血本法为采取狗动脉血最常用的方法。稍加以训练的狗，在清醒状态下将狗卧位固定于狗解剖台上。伸展后肢向外伸直，暴露腹股沟三角动脉搏动的部位，剪去毛。用碘酒消毒。左手中指、食指探摸股动脉跳动部位，并固定好血管，右手取连有5（1/2）号针头的注射器，针头由动脉跳动处直接刺入血管，若刺入动脉一般可见鲜红血液流入注射器，有时还需微微转动一下针头或上下移动一下针头，方见鲜血流入。待抽血完毕，迅速拔出针头，用干药棉压迫止血2～3分钟。2021/10/10115最大安全采血量与最小致死采血量动物种类最大安全采血量(ml)最小致死采血量(ml)小鼠0.20.3大鼠12豚鼠510兔1040狼狗100500猎狗50200猴15602021/10/10116

第六节实验动物的处死

当实验中途停止或结束时，实验者应站在实验动物的立场上以人道的原则去处置动物，原则上不给实验动物任何恐怖和痛苦，也就是要施行安乐死。“安乐死”一词源于希腊文，意思是“幸福”的死亡。它包括两层含义，一是安乐的无痛苦死亡；二是无痛致死术。1.实验动物的安乐死，是指在不影响动物实验结果的前提下，使实验动物短时间内无痛苦的死亡。不会由于刺激产生肉体疼痛以及由于刺激引起精神上的痛苦、恐怖、不安及抑郁。2021/10/101172.动物安死术的方法最好先抑制动物的中枢神经而使其失去知觉，解决疼痛感，巴比妥盐及其衍生物是动物安乐死的首选药。静脉注射是最佳选择，腹腔注射需使用较高剂量的药物，可能使动物死亡时间延长及死前挣扎。（1）颈椎脱臼法：断离脊髓致死，为大、小鼠最常用的处死方法。右手抓住鼠尾用力向后拉，同时左手拇指与食指用力向下按住鼠头，将脊髓与脑髓拉断，鼠便立即死亡。2021/10/10118（2）过量麻醉+放血处死法

此法适用于各种实验动物。使用大剂量麻醉药使动物麻醉，常采用静脉或腹腔内给药，当动物意识丧失后，将骨动脉、股静脉暴露并切断，让血流出，或剪破、刺穿动物心脏放血，导致急性大出血、休克、死亡。（3）二氧化碳吸入法动物吸入浓度为40%的C02时很快达到麻醉效果，长时间持续吸入可导致动物死亡。动物吸入后没进入兴奋期即死亡。此法容易使用、价格便宜、无异味，在通风良好的场所使用时较其它药剂更安全。2021/10/10119(4）空气栓塞法向动物静脉注入一定量的空气,使之发生栓塞而死。当空气注入静脉后，可在右心随心脏的跳动使空气与血液成泡沫状，随血液循环到全身。如进入肺动脉，可阻塞其分支，进入心脏冠状动脉，造成冠状动脉阻塞，发生严重的血液循环障碍。处死兔、猫、犬常用此法，一般兔、猫等静脉注入20-40ml空气即可致死,犬由前肢或后肢皮下静脉注入为80-150ml空气，可很快致死。如因实验所需选用此法，动物需先深度麻醉。2021/10/101203.执行安乐死注意事项(1)严格禁止采用的方法1)棒击头部法：动物可出现痉挛、角弓反张和哀叫。2)窒息、淹死、烧死：不人道，严格禁止。3)甲醛溶液浸泡：直接将动物浸泡于甲醛溶液，是非常不人道的方法。4)快速冷冻：此法不人道。如因实验所需选用此法，动物需先深度麻醉。5)低压法：导致动物痛苦，垂死时间延长。(2)确认动物死亡：停止呼吸不能作为判断死亡的依据，动物往往先停止呼吸，数分钟后才停止心跳，执行安乐死后，工作人员需检查动物的心跳是否完全停止。2021/10/10121第八节动物实验后废弃物的无害化处理废弃物主要包括污水、污物、动物尸体无害化处理1.污水无害化处理动物实验室的污水主要来自动物的尿粪液、笼器具洗刷、废弃的消毒液、实验中废弃的试剂液。应有相对独立的污水初级处理设备或化粪池，污水经处理并达到GB8978二类一级标准要求后可排入市政废水处理系统。感染动物实验室产生的废水，必须先彻底灭菌后