实验动物采血指南

1、实验动物采血指南采血方法的选择，决定于实验的目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及 K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。 采血时要注意：采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28，冬季，15-20为宜；采血用具有采用部位一般需要进行消毒；采血用的注射器和试管必须保持清

2、洁干燥；若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂.不同动物采血部位与采血量的关系采血量 采血部位 动物品种 动物品种 最大安全采血量(ml) 最小致死采血量(ml) 小 鼠 0.2 0.3 大 鼠 1 2 豚 鼠 5 10 兔 10 40 狼 狗 100 500 猎 狗 50 200 猴 15 60 取少量血 尾静脉 耳静脉 眼底静脉丛 舌下静脉 腹壁静脉 冠、脚蹼皮下静脉 大鼠、小鼠 兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊 兔、大鼠、小鼠 兔 青蛙、蟾蜍 鸡、鸭、鹅 取中量血 后肢外侧皮下小隐静脉前肢内侧皮下头静脉 耳中央动脉 颈静脉 心脏 断头 翼下静脉 颈动脉 狗、猴、猫 狗、猴、猫 兔 狗、

3、猫、兔 豚鼠、大鼠、小鼠 大鼠、小鼠 鸡、鸭、鸽、鹅 鸡、鸭、鸽、鹅 取大量血 股动脉、颈动脉 心脏 颈静脉 摘眼球 狗、猴、猫、兔 狗、猴、猫、兔 马、牛、山羊、绵羊 大鼠、小鼠 (一)小鼠、大鼠采血法 1.割(剪)尾采血   当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.30

4、.5ml。 2.鼠尾刺血法   大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集1050mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。 3.眼眶静脉丛采血  采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(34cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)

5、，使采血器与鼠面成45的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度，小鼠约23mm，大鼠约45mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。 若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血；体重200-300g大鼠每次可采血，可适用于某些生物化学项目的检验。 4.断头取血  采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。右手

6、用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.81.2ml;大鼠约5-10ml。 5.心脏采血  鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。活体采血方法与豚鼠相同。若做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。小鼠约；大鼠约。6.颈动静脉采血  先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，分离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露，可用注射器吸出血液。在气管两侧分离出颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将血滴入试管内。 7.腹主动脉采血  最好先将动物麻醉，仰卧固定在手术架上，从腹正中线皮肤切开腹腔，使

7、腹主动脉清楚暴露。用注射器吸出血液，防止溶血。或用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术剪刀，剪断动脉，使血液喷入盛器。 8.股动(静)脉采血   先由助手握住动物，采血者左手拉直动物下肢，使静脉充盈。或者以搏动为指标，右手用注射器刺入血管。体重15-20g 小鼠采血约，大鼠约。 (二)豚鼠采血法 1.耳缘剪口采血 将耳消毒后，用锐器(刀或刀片)割破耳缘，在切口边缘涂抹20%柠檬酸钠溶液，阻止血凝，则血可自切口自动流出，进入盛器。操作时，使耳充血效果较好。此法能采血0.5ml左右。 2.心脏采血  取血前应探明心脏搏动最强部位，通常在胸骨左缘的正中，选心

8、跳最显的部位作穿刺。针头宜稍细长些，以免发生手术后穿刺孔出血，其操作手法详见兔心脏采血。因豚鼠身体较小，一般可不必将动物固定在解剖台上，而可由助手握住前后肢进行采血即可。成年豚鼠每周采血应不超过10ml为宜。 3.肌动脉采血  将动脉仰位固定在手术台上，剪去腹股沟区的毛，麻醉后，局部用碘酒消毒。切开长约2-3cm的皮肤，使股动脉暴露及分离。然后，用镊子提起股动脉，远端结扎，近端用止血钳夹住，在动脉中央剪一小孔，用无菌玻璃小导管或聚乙烯、聚四氟乙烯管插入，放开止血钳，血液即导管口流出。一次可采血10-20ml。 4.背中足静脉取血  助手固定动物，将其右或左右膝关节伸直提到术

9、者面前。术者将动物脚背面用酒精消毒，找出背中足静脉后，以左手的拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手拿的注射针刺入静脉。拔针后立即出血，呈半球状隆起。采血后，用纱布或脱脂棉压迫止血。反复采血时，两后肢交替使用。 (三)兔采血法  1.耳静脉采血  本法为最常用的取血法之一，常作多次反复取血用，因此，保护耳缘静脉，防止发生栓塞特别重要。 将兔放入仅露出头部及两耳的固定盒中，或由助手以手扶住。选耳静脉清晰的耳朵，将耳静脉部位的毛拔去，用75%酒精局部消毒，待干。用手指轻轻摩擦兔耳，使静脉扩张，用连有5(1/2)号针头的注射器在耳缘静脉末端刺破血管待血液漏出取血或将针头逆血流方向刺入耳缘

10、静脉取血，取血完毕用棉球压迫止血，此种采血法一次最多可采血5-10ml。2.耳中央动脉采血  将兔置于兔固定筒内，在兔耳的中央有一条较粗、颜色较鲜红的中央动脉，用左手固定兔耳，右手取注射器，在中央动脉的末端，沿着动脉平行地向心方向刺入动脉，即可见动脉血进入针筒，取血完毕后注意止血。此法一次抽血可达15ml。但抽血时应注意，由于兔耳中央动脉容易发生痉挛性收缩，因此抽血前，必须先让兔耳充分充血，当动脉扩张，未发生痉挛性收缩之前立即进行抽血，如果等待时间过长，动脉经常会发生较长时间的痉挛性收缩。取血用的针头一般用6号针头，不要太细。针刺部位从中央动脉末端开始。不要在近耳根部取血，因耳根部软

11、组织厚，血管位置略深，易刺透血管造成皮下出血。 3.心脏取血  将家兔仰卧固定，在第三肋间胸骨左缘3毫米处注射针垂直刺入心脏，血液随即进入针管。注意事项有：动作宜迅速，以缩短在心脏内的留针时间和防止血液凝固；如针头已进入心脏但抽不出血时，应将针头稍微后退一点。在胸腔内针头不应左右摆动以防止伤及心，肺、一次可取血20-25ml。 4.后肢胫部皮下静脉取血  将兔仰卧固定于兔固定板上，或由一人将兔固定好。拔去胫部被毛，在胫部上端股部扎以橡皮管，则在胫部外侧浅表皮下，可清楚见到皮下静脉。用左手两指固定好静脉，右手取带有5(1/2)号针头的注射器内皮下静脉平行方向刺入血管，抽一下针

12、栓，如血进入注射器，表示针头已刺入血管，即可取血。一次可取25ml。取完后必须用棉球压迫取血部位止血，时间要略长些，因此处不易止血。如止血不妥，可造成皮下血肿，影响连续多次取血。 5.股静脉、颈静脉取血  先作股静脉和颈静脉暴露分离手术  股静脉取血  注射器平行于血管，从股静脉下端向心方向刺入，徐徐抽动针栓即可取血。抽血完毕后要注意止血。股静脉较易止血，用于纱布轻压取血部位即可。若连续多次取血，取血部位宜尽量选择靠离心端。 外颈静脉取血  注射器由近心端(距颈静脉分支2-3厘米处)向头侧端顺血管平等方向刺入，使注射针一直引深至颈静脉分支叉处，即可取血。

13、此处血管较粗，很容易取血，取血量也较多，一次可取10ml以上。取血完毕，拔出针头，用干纱布轻轻压迫取血部位也易止血。兔急性实验的静脉取血，用此法较方便。 (四)狗、猫采血法 1.后肢外侧小隐静脉和前肢内侧下头静脉采血   此法最常用，且方便。后肢外侧小隐静脉在后肢胫部下1/3的外侧浅表的皮下，由前侧方向后行走。抽血前，将狗固定在狗架上或使狗侧卧，由助手将狗固定好。将抽血部位的毛剪去，碘酒一酒精消毒皮肤。采血者左手拇指和食指握紧剪毛区上部，使下肢静脉充盈，右手用连有6号或7号针头的消毒器迅速穿刺入静脉，左手放松将针固定，以适当速度抽血(以无气泡为宜)。或将胶皮带绑在狗股部，或

14、由助手握紧股部，即可，若仅需少量血液，可以不用注射器抽取，只需用针头直接刺入静脉，待血从针孔自然滴出，放入盛器或作涂片。 采集前肢内侧皮下的头静脉血时，操作方法基本与上述相同。一只狗一般采10-20ml血并不困难。 2.股动脉采血   本法为采取狗动脉血最常用的方法。操作也较简便。稍加以训练的狗，在清醒状态下将狗卧位固定于狗解剖台上。伸展后肢向外伸直，暴露腹肥肉沟三角动脉搏动的部位，剪去毛。用碘酒消毒。左手中指、食指探摸股动脉跳动部位，并固定好血管，右手取连有5(1/2)号针头的注射器，针头由动脉跳动处直接刺入血管，若刺入动脉一般可见鲜红血液流入注射器，有时还需微微转动一下

15、针头或上下移动一下针头，方见鲜血流入。有时，往往刺入静脉，必须重抽之。待抽血完毕，迅速拔出针头，用干药棉压迫止血23分钟。3.心脏采血  本法最好在麻醉下进行，驯服的狗不麻醉也行。将固定在手术台上，前肢向背侧方向固定，暴露胸部，将左侧第3-5肋间的被毛剪去，用碘酒-酒精消毒皮肤。采血者用左手触摸左侧3-5肋间处，选择心跳最显处穿刺。一般选择胸骨左缘外1cm第4肋间处。取连有6(1/2)号针头的注射器，由上述部位进针，并向动物背侧方向垂直刺入心脏。采血者可随针接触心跳的感觉，随时调整刺入方向和浓度，摆动的角度尽量小，避免损伤心肌过重，或造成胸腔大出血。当针头正确刺入心脏时，血即可进入抽

16、射器，可抽取多量血液。 4.耳缘静脉采血  本法宜取少量血液作血常规或微量酶活力检查等。有训练的狗不必绑嘴，剪去耳尖部短毛，即可见耳缘静脉，手法基本与兔相同。 5.颈静脉  狗不需麻醉，经训练的狗不需固定，未经训练的狗应予固定。取侧卧位，剪去颈部被毛约10×3cm2范围，用碘酒、酒精消毒皮肤。将狗颈部拉直，头尽量后抑。用左手拇指压住颈静脉入胸部位的皮肤。使颈静脉怒张，右手取连有6(1/2)号针头的注射器。针头沿血管平行方向向心端刺往前血管。由于此静脉在皮下易滑动，针刺时除用左手固定好血管外，刺入要准确。取血后注意压迫止血。采用此法一次可取较多量的血。 猫的采血法基

17、本与狗相同。常采用前肢皮下头静脉、后肢的股静脉、耳缘静脉取血。需大量血液时可从颈静脉取血。方法见前述。 (五)猴采血法与人类的采血法相似，常用者有以下几种： 1.毛细血管采血  需血量少时，可在猴拇指或足跟等处采血。采血方法与人的手指或耳垂处的采血法相同。 2.静脉采血  最宜部位是后肢皮下静脉及外颈静脉。后肢皮下静脉的取血法与狗相似。 用外颈静脉采血时，把猴固定在猴台上，侧卧，头部略低于台面，助手固定猴的头部与肩部。先剪去颈部的毛，用碘酒-酒精消毒，即可见位于上颌角与锁骨中点之间的怒张的外颈静脉。用左手拇指按住静脉，右手持连6(1/2)号针头的注射器，其它操作与人的静脉取

18、血同。 也可在肘窝、腕骨、手背及足背选静脉采血。但这些静脉更细、易滑动、穿刺难，血流出速度慢。 3.动脉采血  股动脉可触及。取血量多时常被优先选用，手法与狗股动脉采血相似。此外，肱动脉与桡动脉也可用。实验动物分组和标记编号方法一、分组（一）分组原则实验动物分组应严格按照随机分组的原则进行，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组中去，尽量避免人为因素对实验造成的影响。（二）建立对照组实验动物分组时应特别注意建立对照组。对照组可分自身对照组和平行对照组。1自身对照组自身对照是把实验动物本身在动物实验前、后两阶段的各项相关数据，分别作为对照组和实验组的结果并进行统计学处理。2平行对照组

19、平行对照组分正对照组和负对照组（空白对照组）两种。正对照组是对实验动物实施与实验动物相同但排除了所要观察的目的因子（如治疗手段或药物）的处理，负对照组则不作任何处理，这种方法就是平行对照组。例如要观察某种药物的药效，对实验组动物采用肌肉注射的给药方法；正对照组动物同样进行肌肉注射，但注射的不是药物而是同等剂量的生理盐水，以便排除肌肉注射生理盐水可能产生的影响；负对照组动物则不进行肌肉注射，并与实验组动物和正对照组动物在相同的环境和条件下饲养，作为空白对照。二、标记编号对随机分组后的实验动物进行标记编号，是动物实验准备工作中相当重要的一项工作。标记编号方法应保证编号不对动物生理或实验反应产生影响

20、，且号码清楚、易认、耐久和适用。目前常用的标记编号方法有染色法、耳孔法、烙印法、挂牌法等标记编号方式。此外还有针刺法、断趾编号法、剪尾编号法、被毛剪号法、笼子编号法等。（一）染色法染色法是用化学药品在实验动物身体明显的部位，如被毛、四肢等处进行涂染，以染色部位、颜色不同来标记区分实验动物，是最常用、最易掌握的经济犯罪分子方法。1常用染色剂（1）3% 5%苦味酸溶液，可染成黄色。（2）0.5% 中性红或品红溶液,可染成红色。（3）2%硝酸银溶液，可染成咖啡色（涂染后在可见光下暴露十分钟）。（4）煤焦油酒精溶液，可染成黑色。2染色方法染色法适用于被毛白色的实验动物如大白鼠、小白鼠等。（1）单色涂染

21、法（如图11-1所示）单色涂染法是用单一颜色的染色剂涂染实验动物不同部位的方法。常规的涂染顺序是从左到右、从上到下。左前肢为1号、左侧腹部2号、左后肢3号、头部4号、背部5号、尾根部6号、右前肢为7、右侧腹部8号、右后肢9号、不作染色标记为10号。此法简单、易认，在每组实验动物不超过10只的情况下适用。（2）色涂染法（如图11-1所示）双色涂染法是采用两种颜色同时进行染色标记的方法。例如用苦味酸（黄色）染色标记作为个位数，用品红（红色）染色标记作为十位数。个位数的染色标记方法同单色涂染法；十位数的染色标记方法参照单色涂染法，即左前肢为10号、左侧腹部20号、左后肢30号、头部4 0号、背部50

22、号、尾根部60号、右前肢70号、右侧腹部80号、右后肢90号，第100号不作染色标记。比如标记第12号实验动物，在其左前肢涂染品红（红色），在其左侧腹部涂上苦味酸（黄色）即可（如图11-1所示）。双色法色法可标记100位以内的号码。（3）直接标号法直接标号法是使用染色剂直接在实验动物被毛、肢体上编写号码的方法。实验动物太小或号码位数太多时，不宜采用此方法。染色法虽然简单方便，不会给实验动物造成损伤和痛苦，但是长时间实验会使涂染剂自行褪色，或由于实验动物互相嬉闹、舔毛、摩擦、换毛、粪尿和饮水浸湿被毛等原因，易造成染色标记模糊不清，因而染色法对慢性实验不适用。如果所做慢性实验只能采用此种染色方法，

23、则应注意不断地补充和加深染色。另外，常用染色剂的毒性对实验动物的影响也是需要注意的一个问题。（二）孔法耳孔法是用打孔机直接在实验动物的耳朵上打孔编号，根据打在动物耳朵上的部位和孔的多少，来区分实验动物的方法（如图11-2所示）。用打孔机在耳朵打孔后，必须用消毒过的滑石粉抹在打孔局部，以免伤口愈合过程中将耳孔闭合。耳孔法可标记三位数之内的号码。另一种耳孔法是用剪刀在实验动物的耳郭上剪缺口的方法，作为区分实验动物的标记。（三）烙印法烙印法是直接把标记编号烙印在实验动物身体上的方法，尤如盖印章一样。烙印方法有两种，对犬等大动物，可将标记号码烙印在其皮肤上（如耳、面、鼻、四肢等部位），对家兔、豚鼠等动

24、物，可用数字号码钳在其耳朵上刺上号码；烙印完成后，伤口涂抹酒精黑墨等颜料，即可清楚读出号码。烙印法对实验成绩动物会造成轻微损伤，操作时宜轻巧、敏捷，必要时麻醉，以减少痛苦。（四）挂牌法挂牌法是将编好的号码烙印在金属牌上，挂在实验动物颈部、耳部、肢体或笼具上，用来区别实验动物的一种方法。金属牌应选用不生锈、刺激小的金属材料，制成轻巧、美观的小牌子。实验人员可根据实验动物品种、实验类型及实验方式，选择合适的标记编号方法。一般来说，大、小鼠多采用染色法，家兔宜使用耳孔法，犬、猴、猫较适合挂牌法，犬还可用烙印法。动物实验基本技术第一节 实验动物的抓取和固定在进行实验时，为了不损伤动物的健康，不影响观察

25、指标，并防止被动物咬伤，首先要限制动物的活动，使动物处于安静状态，工作人员必须掌握合理的抓取固定方法。抓取动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解。操作时要小心仔细、大胆敏捷、熟练准确、不能粗暴，不能恐吓动物，同时，要爱惜动物，使动物少受痛苦。一、小鼠小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。如要进行手术或

26、心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。二、大鼠大鼠的门齿很长，在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤,所以,不要突然袭击式地去抓它，取用时应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒内，这样即可进行尾静脉取血或注射。如要作腹腔注射或灌胃等操作时，实验者应戴上棉纱手套(有经验者也可不戴)，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，但要避免抓其尖端，以防尾巴尖端皮肤脱落，左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮肤，并将大鼠固定在左手中，右手即可进行操作。三、家兔家兔比较驯服，不会咬人，但脚爪较尖，应避免家兔在挣扎时抓伤皮肤。常用的抓取方法是先轻轻打开笼门，勿

27、使其受惊，随后手伸入笼内，从头前阻拦它跑动。然后一只手抓住兔的颈部皮毛，将兔提起，用另一只手托其臀，或用手抓住背部皮肤提起来，放在实验台上，即可进行采血、注射等操作。因家兔耳大，故人们常误认为抓其耳可以提起，或有人用手挟住其腰背部提起均为不正确的操作。在实验工作中常用兔耳作采血、静脉注射等用，所以家兔的两耳应尽量保持不受损伤。家兔的固定方法有盒式固定和台式固定。盒式固定适用于采血和耳部血管注射，台式固定适用于测量血压、呼吸和进行手术操作等。四、豚鼠豚鼠胆小易惊，抓取时必须稳、准、迅速。先用手掌扣住鼠背，抓住其肩胛上方，将手张开，用手指环握颈部，另一只手托住其臀部，即可轻轻提起、固定。五、蟾蜍抓

28、取蟾蜍时，可先在蟾蜍体部包一层湿布，用左手将其背部贴紧手掌固定，把后肢拉直，并用左手的中指、无名指及小指夹住，前肢可用拇指及食指压住，右手即可进行实验操作。抓取蟾蜍时不要挤压两侧耳部突起的毒腺，以免蟾蜍将毒液射到使用者眼睛里。需要长时间固定时，可将蟾蜍麻醉或毁脑脊髓后，用大头针钉在蛙板上。六、狗用狗做实验时，为防止其咬伤操作人员，一般先将狗嘴绑住。对实验用狗，如毕格狗或驯服的狗，绑嘴时操作人员可从其侧面*近并轻轻抚摸颈部皮毛，然后迅速用布带绑住狗嘴；对家养的笨狗或未经驯服的狗，先用长柄捕狗狗夹夹住狗的颈部，将狗按倒在地，再绑嘴。如果实验需要麻醉，可先使动物麻醉后再移去狗夹。当狗麻醉后，要松开绑

29、嘴布带，以免影响呼吸。第二节 实验动物的编号和分组一、编号实验动物常需要标记以示区别。编号的方法很多，根据动物的种类数量和观察时间长短等因素来选择合适的标记方法。(一)挂牌法：将号码烙压在圆形或方形金属牌上(最好用铝或不锈钢的,它可长期使用不生锈),或将号码按实验分组编号烙在栓动物颈部的皮带上，将此颈圈固定在动物颈部。该法适用于狗等大型动物。(二)打号法：用刺数钳(又称耳号钳)将号码打在动物耳朵上。打号前用蘸有酒精的棉球擦净耳朵，用耳号钳刺上号码，然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。(三)针刺法：用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水，在耳部、前后肢以

30、及尾部等处刺入皮下，在受刺部位留有一黑色标记。该法适用于大小鼠、豚鼠等。在实验动物数量少的情况下，也可用于兔、狗等动物。(四)化学药品涂染动物被毛法：经常应用的涂染化学药品有涂染红色：0.5中性红或品红溶液。涂染黄色：3-5苦味酸溶液。涂染黑色：煤焦油的酒精溶液。根据实验分组编号的需要，可用一种化学药品涂染实验动物动物背部被毛就可以。如果实验动物数量较多，则可以选择两种染料。该方法对于实验周期短的实验动物较合适，时间长了染料易退掉；对于哺乳期的子畜也不适合，因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。(五)剪毛法：该法适用于大、中型动物，如狗、兔等。方法是用剪毛刀在动物一侧或背部剪出号码，此法编号清楚可*

31、，但只适于短期观察。(六)打孔或剪缺口法：可用打孔机在兔耳一定位置打一小孔来表示一定的号码。如用剪子剪缺口,应在剪后用滑石粉捻一下,以免愈合后看不出来。该法可以编至1 9999号，此种方法常在饲养大量动物时作为终身号采用。二、分组(一)分组的原则：进行动物实验时，经常需要将选择好的实验动物按研究的需要分成若干组。动物分组应按随机分配的原则，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组与对照组中去，以避免各组之间的差别,影响实验结果，特别是进行准确的统计检验,必须在随机分组的基础上进行。每组动物数量应按实验周期长短、实验类型及统计学要求而定。如果是慢性实验或需要定期处死动物进行检验的实验，就要求选较

32、多的动物，以补足动物自然死亡和认为处死所丧失的数量，确保实验结束时有合乎统计学要求的动物数量存在。(二)建立对照组：分组时应建立对照组。1.自身对照组：是指实验数据而言。实验动物本身在实验处理前、后两个阶段的各项相关数据就分别是对照组和实验组的实验结果，此法可排除生物间的个体差异。2.平行对照组：有正对照组和负对照组两种。给实验组动物某种处理，而给正对照组用同样方法进行处理，但并不采用实验所要求的药物或手段，负对照组则不给任何处理。3.具体分组时，应避免人为因素, 随机把所有的动物进行编号，然后令其双数为组(实验组),单数为B组(对照组)即可或反之。如果要分若干个组时，应该用随机数字表示进行完

33、全随机分组。第三节 实验动物的麻醉方法麻醉(anesthesia)的基本任务是消除实验过程中所至的疼痛和不适感觉，保障实验动物的安全，使动物在实验中服从操作，确保实验顺利进行。一、常用的麻醉药(一)常用局部麻醉剂：普鲁卡因，此药毒性小，见效快，常用于局部浸润麻醉，用时配成0.51；利多卡因，此药见效快，组织穿透性好，常用12溶液作为大动物神经干阻滞麻醉，也可用0.250.5溶液作局部浸润麻醉。(二)常用全身麻醉剂：1. 乙醚 乙醚吸入法是最常用的麻醉方法,各种动物都可应用。其麻醉量和致死量相差大,所以其安全度大。但由于乙醚局部刺激作用大,可刺激上呼吸道粘液分泌增加；通过神经反射还可扰乱呼吸、血

34、压和心脏的活动，并且容易引起窒息，在麻醉过程中要注意。但总起来说乙醚麻醉的优点多，如麻醉深度易于掌握，比较安全，而且麻醉后恢复比较快。其缺点是需要专人负责管理麻醉，在麻醉初期出现强烈的兴奋现象，对呼吸道又有较强的刺激作用，因此，需在麻醉前给予一定量的吗啡和阿托品(基础麻醉)，通常在麻醉前2030分钟，皮下注射盐酸或硫酸吗啡(每公斤体重510mg)及阿托品(每公斤体重0.1mg)。盐酸吗啡可降低中枢神经系统兴奋性，提高痛阈，还可节省乙醚用量及避免乙醚麻醉过程中的兴奋期。阿托品可对抗乙醚刺激呼吸道分泌粘液的作用，可避免麻醉过程中发生呼吸道堵塞，或手术后发生吸入性肺炎。进行手术或使用过程中，需要继续

35、给予吸入乙醚，以维持麻醉状态。慢性实验预备手术的过程中，仍用麻醉口罩给药，而在一般急性使用,麻醉后可以先进行气管切开术,通过气管套管连接麻醉瓶继续给药。在继续给药过程中，要时常检查角膜反射和观察瞳孔大小(如发现角膜反射消失，瞳孔突然放大，应立即停止麻醉。万一呼吸停止，必须立即施行人工呼吸。待恢复自动呼吸后再进行操作。2. 苯巴比妥钠 此药作用持久,应用方便，在普通麻醉用量情况下对于动物呼吸、血压和其它功能无多大影响。通常在实验前半至一小时用药。使用剂量及方法为：狗腹腔注射80100mg/kg体重，静脉注射70120mg/kg体重( 一般每公斤体重给7080mg即可麻醉，但有的动物要100120

36、mg才能麻醉,具体用量可根据各个动物的敏感性而定)。兔腹腔注射150200mg/kg体重。3. 戊巴比妥钠 此药麻醉时间不很长,一次给药的有效时间可延续3-5小时,所以十分适合一般使用要求。给药后对动物循环和呼吸系统无显著抑制作用，药品价格也很便宜。用时配成1生理盐水溶液，必要时可加温溶解， 配好的药液在常温下放置12月不失药效。静脉或腹腔注射后很快就进入麻醉期，使用剂量及方法为：狗、猫、兔静脉注射3035mg/kg体重,腹腔注射4045mg/kg体重。 4. 硫喷妥钠 为黄色粉末，有硫臭，易吸水。其水溶液不稳定，故必须现用现配,常用浓度为15。此药作静脉注射时，由于药液迅速进入脑组织，故诱导

37、快，动物很快被麻醉。但苏醒也很快，一次给药的麻醉时效仅维持半至一小时。在时间较长的实验过程中，可重复注射，以维持一定的麻醉深度。此药对胃肠道无副作用，但对呼吸有一定抑制作用，由于其抑制交感神经较副交感神经为强,常有喉头痉挛,因此注射时速度必须缓慢。实验剂量和方法：狗静脉注射2025mg/kg体重；兔静脉注射710mg/kg体重。静脉注射速度以15秒钟注射2ml左右进行。小鼠1溶液腹腔注射0.10.3ml/只；大鼠0.60.8ml/只。5. 巴比妥钠 使用剂量及方法：狗静脉注射225mg/kg体重；兔腹腔注射200mg/kg体重；鼠皮下注射200mg/kg体重。6. 氨基甲酸乙酯 此药是比较温和

38、的麻醉药，安全度大。多数实验动物都可使用,更适合于小动物。一般用作基础麻醉，如使用全部过程都用此麻醉时，动物保温尤为重要。使用时常配成2025水溶液，狗、兔静脉、腹腔注射0.751g/kg体重。但在作静脉注射时必须溶在生理盐水中，配成5或10溶液， 及每公斤体重注射1020ml。鼠1.52g/kg体重，由腹腔注射。以上麻醉药种类虽较多，但各种动物使用的种类多有所侧重。如做慢性实验的动物常用乙醚吸入麻醉(用吗啡和阿托品作基础麻醉)；急性动物实验对狗、猫和大鼠常用戊巴比妥钠麻醉；对家兔和青蛙、蟾蜍常用氨基甲酸乙酯；对大鼠和小鼠常用硫喷妥钠或氨基甲酸乙酯麻醉。二、麻醉方法(一)全身麻醉：麻醉药经呼吸

39、道吸入或静脉、肌肉注射,产生中枢神经系统抑制,呈现神志消失，全身不感疼痛，肌肉松弛和反射抑制等现象，这种方法称全身麻醉。其特点为抑制深浅与药物在血液内的浓度有关,当麻醉药从体内排出或在体内代谢破坏后,动物逐渐清醒，不留后遗症。1. 吸入麻醉法 麻醉药以蒸气或气体状态经呼吸道吸入而产生麻醉者，称吸入麻醉，常用乙醚作麻醉药。吸入法对多数动物有良好的麻醉效果，其优点是易于调节麻醉的深度和较快的终止麻醉，缺点是中、小型动物较适用，对大型动物如狗的吸入麻醉操作复杂，通常不用。具体方法是：使用乙醚麻醉兔及大小鼠时，可将动物放入玻璃麻醉箱内，把装有浸润乙醚棉球的小烧杯放入麻醉箱，然后观察动物。开始动物自主活

40、动，不久动物出现异常兴奋，不停地挣扎，随后排出大小便。渐渐地动物由兴奋转为抑制，倒下不动，呼吸变慢。如动物四肢紧张度明显减低，角膜反射迟钝，皮肤痛觉消失，则表示动物已进入麻醉，可行手术和操作。在实验过程中应随时观察动物的变化，必要时把乙醚烧杯放在动物鼻部，以维持麻醉的时间与深度。2. 注射麻醉法 常用的麻醉药有戊巴比妥钠、硫喷妥钠、氨基甲酸乙酯等。大、小鼠和豚鼠常采用腹腔注射法进行全身麻醉。狗、兔等动物既可腹腔注射给药,也可静脉注射给药。在麻醉兴奋期出现时，动物挣扎不安，为防止注射针滑脱，常用吸入麻醉法进行诱导，待动物安静后再行腹腔或静脉穿刺给药麻醉。在注射麻醉药物时，先用麻醉药总量的三分之二

41、，密切观察动物生命体征的变化，如已达到所需麻醉的程度，余下的麻醉药则不用，避免麻醉过深抑制延脑呼吸中枢导致动物死亡。(二)动物局部麻醉方法：用局部麻醉药阻滞周围神经末梢或神经干、神经节、神经丛的冲动传导，产生局部性的麻醉区，称为局部麻醉。其特点是动物保持清醒，对重要器官功能干扰轻微，麻醉并发症少，是一种比较安全的麻醉方法。适用于大中型动物各种短时间内的实验。局部麻醉操作方法很多，可分为表面麻醉、局部浸润麻醉、区域阻滞麻醉以及神经干(丛)阻滞麻醉。1. 表面麻醉 利用局部麻醉药的组织穿透作用，透过粘膜,阻滞表面的神经末梢，称表面麻醉。在口腔及鼻腔粘膜、眼结膜、尿道等部位手术时,常把麻醉药涂敷、滴

42、入、喷于表面上，或尿道灌注给药，使之麻醉。2. 区域阻滞麻醉：在手术区四周和底部注射麻醉药阻断疼痛的向心传导,称区域阻断麻醉。常用药为普鲁卡因。3. 神经干(丛)阻滞麻醉：在神经干(丛)的周围注射麻醉药，阻滞其传导,使其所支配的区域无疼痛，称神经干(丛)阻滞麻醉。常用药为利多卡因。4. 局部浸润麻醉：沿手术切口逐层注射麻醉药，*药液的张力弥散，浸入组织,麻醉感觉神经末梢，称局部浸润麻醉。常用药为普鲁卡因。在施行局部浸润麻醉时，先固定好动物，用0.51盐酸普鲁卡因皮内注射，使局部皮肤表面呈现一桔皮样隆起，称皮丘，然后从皮丘进针，向皮下分层注射，在扩大浸润范围时，针尖应从已浸润过的部位刺入，直至要

43、求麻醉区域的皮肤都浸润为止。每次注射时，必须先抽注射器，以免将麻醉药注入血管内引起中毒反应。 三、使用全身麻醉剂的注意事项给动物施行麻醉术时,一定要注意方法的可*性,根据不同的动物选择合适的方法，特别是较贵重的大型动物。1. 麻醉剂的用量，除参照一般标准外，还应考虑个体对药物的耐受性不同,而且体重与所需剂量的关系也并不是绝对成正比的。一般说，衰弱和过胖的动物，其单位体重所需剂量较小，在使用麻醉剂过程中，随时检查动物的反应情况,尤其是采用静脉注射,绝不可将按体重计算出的用量匆忙进行注射。2. 动物在麻醉期体温容易下降，要采取保温措施。3. 静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张、角膜反射和对皮肤夹捏

44、的反应,当这些活动明显减弱或消失时，应立即停止注射。配制的药液浓度要适中不可过高，以免麻醉过急；但也不能过低，以减少注入溶液的体积。4. 作慢性实验时，在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平。四、实验动物用药量的确定及计算方法(一)动物给药量的确定观察一种药物对实验动物的作用时，一个重要的问题就是给动物用多大的剂量较合适。剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能引起动物中毒致死。可以按下述方法确定剂量：1. 先用少量小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量,然后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一作为应用剂量，一般可取1/101/5。2. 植物药粗制剂的剂量多按生药折算。3. 化学药品可参

45、考化学结构相似的已知药物， 特别是化学结构和作用都相似的剂量。4. 确定剂量后，如第一次用药的作用不明显，动物也没有中毒的表现,可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律时，则更应慎重分析。5. 用大动物进行实验时，防止动物中毒死亡,开始的剂量可采用鼠类的1/151/2,以后可根据动物的反应调整剂量。6. 确定动物给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。 一般说确定的给药剂

46、量是指成年动物的，如是幼龄动物，剂量应减小。如以狗为例：6 个月以上的狗给药剂量为1份时，36个月的给1/2份， 4589日的给1/4份，2044日的给1/8 份，1019日的给1/16份。7. 确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所用剂量也不同。 以口服量为100时，皮下注射量为3050，肌肉注射量为2030，静脉注射量为25。(二)人与动物的用药量换算方法人与动物对同一药物耐受性不同，一般动物的耐受性要比人大，单位体重的用药量动物比人要高。必须将人的用药量换算成动物的用药量。一般可按下列比例换算：人用药量： 1小鼠、大鼠： 50100兔、豚鼠： 1520狗、猫： 510以上系按单位体

47、重口服用药量换算。如给药途径为静脉、皮下、腹腔注射，换算比例应适当减小些。第四节 实验动物的除毛、给药方法一、实验动物的除毛在动物实验中，被毛有时会影响实验操作与观察，因此必须除去。除去被毛的方法有剪毛、拔毛、剃毛和脱毛等。(一)剪毛法：剪毛法是将动物固定后，先用蘸有水的纱布把被毛浸湿，再用剪毛剪刀紧贴皮肤剪去被毛。不可用手提起被毛，以免剪破皮肤。剪下的毛应集中放在一容器内，防止到处飞扬。给狗、羊等动物采血或新生乳牛放血制备血清常用此法。(二)拔毛法：拔毛法是用拇指和食指拔去被毛的方法。在兔耳缘静脉注射或尾静脉注射时常用此法。(三)剃毛法：剃毛法是用剃毛刀剃去动物被毛的方法。如动物被毛较长，先

48、要用剪刀将其剪短，再用刷子蘸温肥皂水将剃毛部位浸透，然后再用剃毛刀除毛。本法适用于暴露外科手术区。(四)脱毛法：脱毛法是用化学药品脱去动物被毛的方法。首先将被毛剪短，然后用棉球蘸取脱毛剂，在所需部位涂一薄层，23分钟后用温水洗去脱落的被毛，用纱布擦干，再涂一层油脂即可。适用于狗等大动物的脱毛剂配方为：硫化钠10g，生石灰15g，溶于100ml水中。适用于兔、鼠等动物的脱毛剂的配方为：1. 硫化钠3g,肥皂粉1g,淀粉7g,加适量水调成糊状；2. 硫化钠8g,淀粉7g，糖4g，甘油5g，硼砂1g,加水75ml；3. 硫化钠8g溶于100ml水中。二、实验动物的给药在动物实验中，为了观察药物对机体

49、功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。(一)注射给药法1. 皮下注射 注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入,固定后即可进行注射。一般小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；兔在背部或耳根部注射；蛙可在脊背部淋巴囊注射；狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。2. 皮内注射 此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。 如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为

50、皮肤血管通透性观察指标之一。方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。3. 肌肉注射 当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注射。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。4. 腹腔注射 先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。此法大小鼠用的较多。5. 静脉注射 是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身,迅速奏效。但排泄较快，作用时间较短。小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。鼠尾静脉共有3根， 左右两