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文档简介
1、 茯苓合剂对冻融蟾蜍血液理化特性的影响 李凯霞,秦飞,秦世武,王杰作者单位:佳木斯大学基础医学院,黑龙江 佳木斯 154007;陕西省西安交通大学理学院,陕西 西安 710049【摘要】目的:本实验旨在探讨血液、细胞、亚细胞和分子、离子通道等不同水平的冻融损伤和低温保护物理化学机制。方法:本实验采用Spectrumlab22PC分光光度计分别观察-2237复温情况下冻融蟾蜍血液氧自由基与茯苓合剂保护作用。结果:茯苓合剂具有抗脂质过氧化(LPO),保护GSHPX酶活力功能,减少MDA生成。结论:茯苓合剂对冻融血液有保护作用。【关键词】 血液 物理化学
2、 GSHPxase LPO MDA 分光光度计22PC近年来,国内外低温生物物理学者对低温损伤的机理进行了大量的研究。由于生物物理技术发展迅速,对于人的血液、干细胞、粒细胞及心、肾、肝脏、角膜、精子、卵子、皮肤深低温保存和移植均取得可喜的成果112。温度由-20、-40、-80发展到液氮保存-196,保存期也由原来的42天延至10年,最长者甚至18年。而复温后的细胞仍保持其有效活性和功能,为此,对于获取何种生物样品的技术、环境、条件要求更加严格。本实验观察在降温和复温冻融蟾蜍血液抗氧自由基和保护剂整体血液流体学变化513。首先发生的是物理和化学变化。结冰、融冰、胞内外溶液、溶质浓度、离子通道变
3、化Na+、K+、CL-、Ca2+、酶的变化。水通过胞膜向胞内或胞渗透等现象。在一个封闭的体系中是有液相变为固相的相变过程。体系是随着临界压力和临界温度变化而变化19,而冻融血液体系和时间、温度关系非常密切的,我们工作如下。1 材料和方法实验用冬眠状态下中华大蟾蜍,体温1215,体重3050g,性别不限,随机分三组,每组20只,分为药物复温组,RS(任氏液)正常冬眠对照组。将实验蟾蜍整体置于-20冰箱内冷冻130min,在蟾蜍冻僵硬休克状态下,将其从冰箱中取出,速将蟾蜍分别置于RS和500mL的茯苓合剂中3740复温。复温溶液主要成份:茯苓20g、鸡血藤20g、三七15g、甘油10mL、5%的G
4、lucose250mL水煎制剂。冻融蟾蜍在复温溶液中110min复活,肢体活动自由,视觉反射正常。速将其开胸心脏穿刺取血,加0.1%肝素抗凝,取抗凝血测定:(1)用改良的硫代巴比妥酸(TRA)和22PC分光光度计测量血浆LPO和细胞膜MDA含量。(2)用改良Hfemen法测定全血GSHPX活力,以新单位(8mL全血在37反应5min,扣除酶反应后,使GSHPX浓度降低1nmol为一个酶活力单位)。2 结果见表1。表1 三组LPO和MDA含量GSHPXase活力变化(略)实验结果表明:药物复温组血浆LPO含量MDA明显低于对照组(P<0.01),全血GSHPXase活力显著高于对照组(P&
5、lt;0.01)。3 讨论在低温冻融蟾蜍情况下,茯苓合剂对冷休克状态下蟾蜍复活是有保护作用的。细胞、组织、器官在冻融过程中是一系列复杂的物理化学变化,无论是细胞内外液各种带电粒子(Na+、K+、CL-、Ca2+、Mg2+、P3+、Fe3+等变化,或是细胞膜、脂质、抗原、抗体、ATP、CAMP、AKP酶的变化和H2O每种离子都应在漂移扩散中达到平衡态。结果将在不同浓度区域累积电荷产生电场19)。实验结果证明,分子在液体中的扩散系数与液体的温度T,分子半径r,以及液体的粘性系数有关即:D=KT/r此式称为爱因斯坦斯托克斯关系式,由此可知,温度越高,分子半径越小,液体的粘性系数越小,扩散就进行得越快
6、612。选择最佳冻结温度-224,最佳复温保护液的温度是0437,最佳冻融时间对细胞、组织、器官存活都是非常重要的。根据热力学原理导出组织临界温度过冷公式:T=2MTi/Hr, T为组织临界温度,为表面张力,M为摩尔质量,Ti为熔点,为密度,H为熔解热,r为冰胚半径,该公式可知组织临界温度与表面张力成正比,与冰胚半径成反比,组织温度在冰点以下是不冻结状态称为组织临界温度1013。一般认为,冷和热的耐受特性是自然界生物生存的本能。如有些植物、虫、蛹、虫卵、微生物等,在冬季就是处于冬眠状态存活。由于春夏温度回升加之空气水分营养自身新陈代谢,逐渐复活19。在一个封闭的体系中无论其初态还是终态其过程是
7、一个相变过程,即由液相转变为固相,再由冰晶体的固相随温度、保护液而转变液相。这一物理化学变化过程中,其体系是随着临界压力和临界温度变化而变化,而冻融的时间、温度和其体系能量热力学原理是一致,同时取决其存在与消失的结果69。茯苓合剂对血液中氧自由基、羟自由基OH、过氧化氢H2O2、单线氧O2有清除作用。增强GSH-Pxase和Na+、K+、ATP酶的活性。这对红细胞、粒细胞、血小板、干细胞的保存至关重要,为临床医学和药物的开发利用提供了理论基础和广泛的物质资源113。【参考文献】1R,L,levin and EG,Cravalho.A membrane model Describing the
8、effect of Temperature on the Water conductivity of erythrocyte membranes at subzero TemperaturesJ.Cryobiology,1976,13:415I4202Roberth,Miller,and Peter mazur.Survial of frozn-thawed human red cells as a function of cooling and warming velocitiesJ.Cryobiology,1976,13:4044143Sunao Kubota,Edmund.The eff
9、ect of freeze rate duration of phase transition and warming rate on survival of frozen canine kidneysJ.Cryobiology,1976,13:4554624Ralph.Fcosx and John Gbaust.Variations in myocardial CPK and Na+-K+-ATPase following long-term freezingJ.Cryobiology,1978,15:5305365M,J,Taylor and D,E.Pegg. The Effect lc
10、e Formation on the function of smooth muscle tissue stored at -21 or -60 J.Cryobiology 1983,20:36406Garyj Schwartz and Kenneth R Diller.Osmotic response of individual cells during freezing J.Cryobiology,1983,20 :61777FW.luscinskas f,j Lionetti. Long term cryopreservation of dog granulocytesJ.Cryobio
11、logy,1983,20:168Jfrim RA,Snydor L,E,Mcgann.Growfh kinetics of cell following freezing in liguid nitrogen J.Cryobiology,1978,15 :5025169Jens,OM, karlisson.A theoretical model of intracellular devitrification J.Cryobiology,2001,42:15416910TeTsuol.Thermal analysis of cryoptective solutions for red bloo
12、d cell J.Cryobiology 1998,36: 16517311Yujianping,Liu jinhan,Pu lq,et al.Freeze-dying of human red blood cells influence of carbohydrates and their concentration J.Cell Preseration Technology,2004,2(4):27027512Kra J cawan and Kenneth B.Freezing thawing effects on storey metabolic enzymes in wood frog
13、 organsJ.Cryobiology,2001,43:324513DEPegg.Viability assays for preserved. Cell, tissues,and organsJ. Cryobiology,1989,26(3):212225 考试宝典-高分练兵场 揭秘论文“低价”根源
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