裸鼠荷瘤资料

1、接种量要查文献来确定接种量， 在找不到任何相关资料的情况下， 最高 就用到 1*107/site, 再高也没有意义了。如果你的细胞很小， 1*10 7/ 也可以操作，不至于很粘稠，那么最好是 1*107/site 。查文献看他们 的构建条件是什么样的，比方培养条件，接种量，接种位置什么的， 是不是一定要用雌性鼠等等。有的瘤株也有可能很容易成瘤，而且生长速度很快。建议用 几只动物试试不同的接种浓度，万一能够长出来，而且还长得很快， 那你就要根据情况选择一个适宜的浓度了。 根本上一般认为比较适宜 的接种浓度有这么几个特征： 1. 接种后 10 到 15 天左右可以开始试 验。 2. 开始试验时可以

2、用于试验的动物数不少于 6070%，而且 SD 不大于平均值的 1/3 左右。3. 开始试验三、 四周后肿瘤重量大于 1g， 并且没有溃烂。当然，这些条件都是锦上添花的东西，如果以 1*107/site 都勉勉强强长出肿瘤，那么就不必过多的去考虑它了。 接种部位接种部位 : 腋窝中部外侧皮下为好。皮下肿瘤模型中，想要成瘤 率高就接种在腋下。 接种时由裸鼠体侧腰部稍靠上的部位进针， 要保 证与接种点的距离小于针头的长度， 向头部方穿行， 绝对不能刺破皮 肤或者刺破肌肉层，当针头到达接种位点时注射，退出针头，这样操 作的目的并不完全是防止漏液， 其实熟练后， 不需要皮下穿行也不会 漏液，主要是防止

3、污染，进针点还有少量污染的可能性的，针头在皮 下穿行一段后，接种点离进针点较远，最大限度减少污染的可能。如果是用于正式实验， 那么一只老鼠就只能接种一个位点， 不可 以接种多个位点用于保证可用的模型数。 因为在有些情况下， 一个老 鼠身上有多于一个肿瘤的情况下， 会有相互影响的可能， 无论这几个 肿瘤相距有多远。 要是想多打几个部位做做预试验， 倒也不是不可以， 但是我觉得，根本上没有什么必要。皮肤不用绷得太紧， 平展就可以了， 另外接种的时候进针点很靠 下，针头在皮下走一段再注射，速度不要太快。注射前针头稍微动一 动，能动就说明在皮下，否那么可能在皮内或者肌肉内。一般来说都是 有鼓包的但是要

4、是你接种位置太深入腋窝， 你是看不到鼓包的。 主要 靠针头稍微动一动来判断。是否应用免疫抑制剂裸鼠皮下种瘤后， 可以通过应用免疫抑制剂， 比方环磷酰胺 2mg 每只，打两天 来加速瘤体的生长，当然我知道裸鼠是 T 免疫缺陷动 物，但是人家说的CTX可以进一步抑制裸鼠的体液免疫和 NK细胞杀 伤的保护作用，可以加快瘤子的生长，这样造模的周期很短，也可以 进行人为的控制， 不知道这个观点是不是有道理， 实践中是不是真有 人这么做呢楼上说的文献中也有报道，而且还有预先用放射照射抑制动物 免疫功能再接种的方法， 但是一般常规应用中大多数时候不推荐这么 做。另外还有一个问题应该被考虑到， 大家现在都在琢

5、磨着怎么让肿 瘤出瘤的更快，造模周期更短，但是如果人为的把肿瘤生长加速，其 实对实验并不好。因为造模周期短，很可能生长速度也会被加快，肿瘤可能很快就溃烂了， 这样就不得不被迫中止实验， 而用药却没有用 到足够的时间，药效还没有发挥出来就结束了，这样是很不利的。所 以一般情况下， 应该尽量的复合这个瘤株本身的生长特性， 不应该过 多地去加以人为的干扰。是否用手术标本荷瘤如果是药效试验，不建议用手术标本，因为SFDA勺临床前研究 指导原那么上明确指出要用建株的肿瘤株进行试验， 因为用手术标本的 试验可重复性太差，你这个标本万一没有保存好，断掉了，你自己都 很难重复出上次勺试验结果。 国外勺文献上看

6、到勺却很少有人用手术 标本构建模型进行试验。取材勺部位：肿瘤生长活泼，状态良好，结 缔组织比较少勺地方。 运送途径： 无菌、冰浴保温， 无菌培养液浸泡， 时间不能超过 1 个小时。 最好一个小时内就能够接种到动物体内。 接 种部位：腋下。另外，手术标本还有一个风险：你不能保证取得勺标 本一定能够顺利地成瘤并且用于试验。本卷须知A 裸鼠勺周龄 ,B 肿瘤细胞 : 何种肿瘤 , 接种细胞勺数量 用对数 生长期勺 ,活力高勺 记数要准确 ,C 接种方式:注意不要漏液 ,否那么会 损失细胞数量D饲养环境：要求是SPF条件具体操作1. 能不能成瘤，首先要考虑你勺肿瘤细胞系能否成瘤，其次关 键是你勺肿瘤细

7、胞数， 一般肿瘤细胞存活力还是蛮高勺， 所以你重点 要考虑细胞数的问题，但最高不要超过 1*107。2. 接种时间，最好在 1小时之内完成。 但在我实际操作过程中， 裸鼠的数量又多， 1 小时之内根本做不完的，所以你可以预先将细胞 放在冰盒里暂为保存。效果还是不错的。3. 成瘤时间，每个肿瘤细胞不太一样，细胞数适宜，一般一周 左右应该能出来了；另外， 如果你是打皮下，你要考虑是否有打到深 层组织，比方肌肉，那即使成瘤了，也不大好摸出来。腹腔注射1、腹腔注射进针的位置在腹中线与小鼠两后肢上沿连交叉以下 的位置。2、腹腔注射很少会打到肠管， 因为肠子在碰到硬物时会缩起来， 当然前提是你的进针不是特

8、别深，如果你的整个针头都扎入了腹腔， 那么肠子是无处可躲了。3、腹腔注射进针后，你可以将针头左右摆动一下，如果是正确 的，这时会有一种很自由无障碍的感觉， 进针角度撑握在小于 45 度， 针头进入长度不超过 3 厘米左右。用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左或右下腹部刺入皮下，使针头向前推，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液图 2-5 ，为防止伤及 内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。假设实验动物为家兔， 进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。肿瘤倍增时间肿瘤动物实验模型肿瘤的倍增时间 doubling time ，应 该是在瘤体积 100800

9、之间计算，但是一组动物有 10 只，每 周测量 2 次瘤体积，如果我想计算从 200倍增到 400的时间的 话， 10只动物不会在我测量体积的时候正好到 200或 400，那 么，在计算的时候，具体应该怎么做Geddes 等29 将结节倍增时间的计算公式表示为： DT =ln2A t /In V2/V1, VI、V2分别是前后两次测量的体积，t 是两次测量的时间间隔你的问题有歧义，我觉得可以有几下几种理解：1. 测量的时候，对于某个老鼠来说，第一次可能测出来的体积 是不是正好 200，第二次是不是正好 400，对于其他的动 物都有这样的问题，2. 对于十只老鼠来说，测量的时候，可能 1 号老鼠

10、是， 2号是，3号是 ，这也是一种理解，我的意见是：测量一段比较长的时间， 每只老鼠可以独立计算倍增时间， 然后计算平均值， SD等，用统计学处理的手段。个体差异同一批种几十只老鼠，有的就长不出来，有的长得很大， 使评价药效很困难。排除接种悬液未摇匀的可能后，还有什么 原因可能造成这一点可能是是个体差异了。其中，老鼠年龄是 一个很大的因素。本人就遇到过 2个月的老鼠接种肿瘤以后，有的长有的不长的情况。如果控制好试验条件，动物也比较均 一的话，一般肿瘤生长都会很好的控制在一定范围的肿瘤模型新药申报zym145286做的肿瘤模型实验是用于新药申报用，现在有一些 问题还不能校准 , 我做的是人癌模型

11、 , 实验动物为裸鼠 .1. 新药报批中 , 有明确的要求说肿瘤来源必须是体内传代 3 次 以上吗2. 实验结束后 , 对于取出肿瘤块的质量有没有明确的规定呢还 是跟其他种鼠一样 , 要求平均瘤重不小于 1g 或者不大于 20%的 瘤快质量不小于 400mg,3. 实验评价指标相对肿瘤增殖率 T/C(%), 指的是瘤体积比还 是瘤质量比4. 实验申报材料是否需要附属实验动物裸鼠的照片假设需要附 属的话 , 照片没有没有什么要求怎么照的， 是鼠活的时候的照片 还是实验结束后处死鼠后在摆好位置照5. 申报材料中附图要求是肿瘤的生长曲线还是不同时间测量的 T/C 值对时间所做的曲线还是两个都要有呢6

12、. 实验分组分 5组, 空白溶剂对照组 ,药物高中低三个剂量组 , 阳性药物有效浓度对照组 . 这样可以吗要是不可以 , 还需要怎 么分呢7. 实验材料中是否需要包含该实验动物血液相关指标的数值呢比方:白细胞数量 ,骨髓的影响等等8. 一次实验有效后 , 是不是也需要重复实验三次那三次的数据 都需要包含在数据中吗swordzjsh 具体问题答复如下：1. 没有问题，新老原那么均明确要求体内三代以上， 并且不能超过 1520 代人肿瘤。2. 新原那么已经没有瘤重的指标，只考察瘤体积，也没有对试验结束 后的肿瘤大小有明确要求，但是老的指导原那么有这方面的要求。3. 新的原那么是指瘤体积，老的指瘤重

13、，实际上在数据处理的时候一 般瘤体积和瘤重的数据都会参加，分别计算相应的 T/C。4. 需要，常见的有两种：一种是处死后摆放并拍摄整鼠照片，还有 一种是剥取肿瘤后拍摄肿瘤的照片，还是那句话，最好都有，至少资 料中放一个，另外一份备好，辩论的时候可以随时展示。另外，以前 不允许数码拍摄，要求光学照相机，以防电脑编辑，不知道现在还有 没有类似的要求。5. 有的人要看肿瘤生长曲线， 有的人要看 T/C 的曲线，不过一般放生 长曲线的多一些，记住，生长曲线现在要求 RTV相对肿瘤体积。以 前报批的时候就可以放 RTV曲线了，现在更是RTV的天下。6. 一般来说， 正式试验根本上就是这么设计了， 但是你

14、最好有这些剂 量、疗程、给药途径等的设计依据，比方权威文献、你们的预试验等 材料备问。当然， 如果你的药物有些特别的地方，那么要根据他的具 体特点设计试验。7. 这个是锦上添花的指标，对于药效试验来说，没有明确要求，但 是一定要有体重和死亡的数据。8. 老原那么要求重复两次，一共三次试验，新原那么前几稿要求重复一 次，一共三次试验，但是最新一稿我没有看到对于重复试验的要求， 但是作为药理研究的根本常识， 重复试验是一定需要的， 作为正式试 验的重复试验应该把数据和结果分析都列入报告中， 重复试验之间是 同等重要的。zym145286:针对您的答复 , 我仍有几点不解1. 实验结束后瘤的质量标准

15、问题 , 您说新原那么没有指标 , 那么老 原那么 就是现在还遵循的原那么 具体是多少呢 , 能不能说明一下 啊2. T/C 标准按照体积计算的时候 , 按照的是哪个时间点的体积呢, 还是说整个测量过程的体积都要算3. 还有一个比较根本的问题，不要笑话我了，呵呵，那个RTV是怎样算出来的是用药组数据减去空白组数据吗还是其他算法4. 正式实验中 , 每组的动物数量是多少 6 只, 还是 10-12 只5. 对给药时间有没有什么具体要求呢 , 就是说有没有上限 , 比方 不可以超过一个月啊什么的swordzjsh1. 老原那么的标准就是你写出来的那个。2. 整个测量过程的体积都要算， 可以用 T/

16、C 对时间点作图的那 种。实际上，不知道你有没有老的指导原那么，上面有一个表， 那个表里面汇总了一些试验的根本信息，那个表里面要填增殖 率，一般是选效果最好的那一天的数据填上去。3. RTV = Vt / VO 。其中VO为分笼给药时即dO测量所得肿瘤体积，Vt为每一次测量时的肿瘤体积。RTV是针对每一只小 鼠计算的。4. 对于裸鼠来说， 5到 1O 只，要根据你的药物的性质来定，如果SD较大，建议多设几只，容易做出统计差异。如果 SD较 小，不少于 6 只，因为要求试验过程中动物死亡率不超过 2O%， 6只动物死了一只还可以接受， 要是 5 只动物死了一只就是 2O% 了。5. 没有具体的要

17、求， 一般在 3到 5周，常见为三周， 并且保证 肿瘤长到足够的大小。如果有特别的原因可以变化试验周期， 但是一般都是加长而不会缩短。实验分组与标记baobaogao197759: 我的实验是观察药物对 lewis 肺癌的生长的影响。1、实验分为五组模型组、阳性对照组CTX药物 大、中、小剂量组。我不清楚需不需要设置阴性对照组就是 不造模组，2、C57小鼠怎样标记，有剪趾、穿耳孔的方法。 但是具体的操作没有说明，能否介绍一下。swordzjsh1. 不需要设 normal 组，因为肿瘤的生长和评价非常明显， 不会 有干扰的可能。2. 我一般是剪耳号， 一只小鼠两只耳朵， 每只耳朵可以剪上侧 和

18、下侧两个位点，你可以自己指定组合，比方我们是这样的： 左上为一号，左下为二号，右上为三号，右下为四号，左侧上 下为五号，右侧上下为六号，左上右上为七号，左下右下为八 号.细胞悬浮液体roger150 , 在做肿瘤模型用细胞接种时 , 细胞悬浮在什么液体 里面. 有没用 matrigel 同细胞混匀后再接种的Swordzjsh: 一般来说， 可以悬浮在相应的无血清培养基、 PBS、saline 中，接种效果以上三种次第降低。用 matrigel 是一种促进肿瘤形成 生长的手段， 如果本身肿瘤生长不是特别困难不建议用它， 但是一些 比方A549之类的细胞株，接种后五六十天还只有600700mm的肿

19、瘤, 就可以考虑使用 matrigel 。使用 matrigel 的时候要注意低温操作， 因为室温下 mareigel 就有可能固化。一般是在冰浴中操作。白血病肿瘤 , 皮下注射 or 静脉注射abaiabai我的理解是， 静脉注射反响的是疾病全身播散的作用， 皮下注射便于 观察瘤块大小， 衡量用药效果， 应该结合自己试验的目的选择注射方 法juanr7213 我最近刚刚实验比较了一下静脉注射和皮下接种白血病细胞株， 从理 论上说静脉接种似乎皮下接种更接近白血病的生物行为特点， 但是根 据我的实验和以前的文献， 静脉接种小鼠的平均生存期很短， 我的不 超过 10 天，我还试验性的进行了化疗，结

20、果几乎全死了，而皮下接 种者结果稳定。所以选皮下还是静脉， 应该根据自己的试验目的来定， 长期的实验好似不太适合用静脉注射的方法。swordzjsh 皮下或者静脉注射都可以，看你的细胞株了，也有用腹腔注射的。小鼠的捉拿 从笼盒内将小鼠尾部捉住并提起， 放在笼盖或外表粗糙的物体 上， 轻轻向后拉鼠尾， 在小鼠向前挣脱时， 用左手拇指和食指抓住两耳和 颈部皮肤，无名指、小指和手掌心夹住背部皮肤和尾部，并调整好动 物在手中的姿势。 这类捉拿方法多用于灌胃以及肌肉、 腹腔和皮下注 射等。如假设进行心脏采血、解剖、外科手术等实验时，就必须要固定 小鼠。使小鼠呈仰卧位必要时先进行麻醉 ，用橡皮筋将小鼠固定

21、 在小鼠实验板上。如假设不麻醉，那么将小鼠放人保定架里，固定好保定 架的封口。小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。通常用右手提 起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙外表上， 在小鼠向前挣扎爬行 时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤， 将小鼠置于左手掌心、 无名指和小指夹其背部皮肤和尾部， 即可将小鼠完全固定。 在一些特 殊的实验中，如进行尾静脉注射时， 可使用特殊的固定装置进行固定 , 如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。 如要进行手术或心脏采血应先行麻 醉再操作 ,如进行解剖实验那么必须先行无痛处死后再进行。 实验动物的编号编号的方法很多， 根据动物的种类数量和观察时间长短等因素来选

22、择 适宜的标记方法。 一 挂牌法：将号码烙压在圆形或方形金属牌上 最好用铝或不锈钢 的, 它可长期使用不生锈 , 或将号码按实验分组编号烙在栓动物颈部 的皮带上，将此颈圈固定在动物颈部。该法适用于狗等大型动物。 二打号法：用刺数钳又称耳号钳 将号码打在动物耳朵上。 打号前 用蘸有酒精的棉球擦净耳朵， 用耳号钳刺上号码， 然后在烙印部位用 棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。 该法适用于耳朵比较大的兔、 狗 等动物。三针刺法：用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水，在耳部、前后肢 以及尾部等处刺入皮下， 在受刺部位留有一黑色标记。 该法适用于大 小鼠、豚鼠等。在实验动物数量少的情况下， 也可用于兔、 狗等

23、动物。 四 化学药品涂染动物被毛法：经常应用的涂染化学药品有 涂染红色：中性红或品红溶液。涂染黄色： 3-5 苦味酸溶液。 涂染黑色：煤焦油的酒精溶液。根据实验分组编号的需要， 可用一种化学药品涂染实验动物动物背部 被毛就可以。如果实验动物数量较多，那么可以选择两种染料。该方法 对于实验周期短的实验动物较适宜， 时间长了染料易退掉； 对于哺乳 期的子畜也不适合，因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。五剪毛法：该法适用于大、中型动物，如狗、兔等。方法是用剪毛 刀在动物一侧或背部剪出号码， 此法编号清楚可靠， 但只适于短期观 察。 六打孔或剪缺口法： 可用打孔机在兔耳一定位置打一小孔来表示一 定的号码。

24、如用剪子剪缺口 , 应在剪后用滑石粉捻一下 , 以免愈合后看 不出来。该法可以编至1 9999号，此种方法常在饲养大量动物时 作为终身号采用。实验动物的分组 一 分组的原那么：进行动物实验时，经常需要将选择好的实验动物 按研究的需要分成假设干组。 动物分组应按随机分配的原那么， 使每只动 物都有同等时机被分配到各个实验组与对照组中去， 以防止各组之间 的差异 , 影响实验结果， 特别是进行准确的统计检验 , 必须在随机分组 的根底上进行。每组动物数量应按实验周期长短、 实验类型及统计学要求而定。 如果 是慢性实验或需要定期处死动物进行检验的实验， 就要求选较多的动 物，以补足动物自然死亡和认为

25、处死所丧失的数量， 确保实验结束时 有符合统计学要求的动物数量存在。 二建立对照组：分组时应建立对照组。 1. 自身对照组：是指实验数 据而言。实验动物本身在实验处理前、 后两个阶段的各项相关数据就 分别是对照组和实验组的实验结果，此法可排除生物间的个体差异。2. 平行对照组：有正对照组和负对照组两种。 给实验组动物某种处理， 而给正对照组用同样方法进行处理， 但并不采用实验所要求的药物或 手段，负对照组那么不给任何处理。 3. 具体分组时，应防止人为因素 , 随 机把所有的动物进行编号，然后令其双数为A组 (实验组),单数为B 组(对照组)即可或反之。如果要分假设干个组时， 应该用随机数字表

26、示 进行完全随机分组。动物采血采血方法的选择， 决定于实验的目的所需血量以及动物种类。 凡用血 量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶 活性微量分析法等， 可刺破组织取毛细血管的血。 当需血量较多时可 作静脉采血。静脉采血时，假设需反复屡次，应自远离心脏端开始，以 免发生栓塞而影响整条静脉。例如，研究毒物对肺功能的影响、血液 酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分 压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。 采 血时要注意：采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28 C,冬季，15-20 C为宜；采血用具有采用部位一般

27、需要进行 消毒；采血用的注射器和试管必须保持清洁枯燥；假设需抗凝全血，在注射器或试管内需预先参加抗凝剂 .采动物品种 最大平安采血量 (ml) 最小致死采血量 (ml)小鼠小鼠采血方法1. 割剪 尾采血 当所需血量很少时采用本法。 固定动物并露出鼠尾。 将尾部毛剪去后消毒，然后浸在 45 C左右的温水中数分钟，使尾部 血管充盈。再将尾擦干，用锐器 刀或剪刀 割去尾尖 -0.5cm ，让血液 自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取， 采血结束， 伤口消毒并压迫止 血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同 上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血，大鼠。2. 鼠尾刺血法 大鼠用

28、血量不多时 仅做白细胞计数或血红蛋白检 查 ，可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使 鼠尾充血。用 7号或 8 号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有 血滴出，一次可采集1050mm3如果长期反复取血，应先靠近鼠尾 末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。3. 眼眶静脉丛采血 采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或 大鼠的颈部 大鼠采血需带上纱手套 ，应防止动物窒息。 当取血时左 手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧， 使眶后静脉丛充血。 右手持 续接7号针头的1ml注射器或长颈34cm硬质玻璃滴管毛细管内 径-1.0mm,使采血器与鼠面成 45C的夹角，由眼内角刺入，针头斜 面

29、先向眼球，刺入后再转 1 80度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度，小 鼠约23mm大鼠约45mm当感到有阻力时即停止推进，同时， 将针退出约-0.5mm,边退边抽。假设穿刺适当血液能自然流入毛细管中， 当得到所需的血量后, 即除去加于颈部的压力, 同时,将采血器拔出, 以防止术后穿刺孔出血。 假设技术熟练,用本法短期内可重复采血均 无多大困难。左右两眼轮换更好。体重 20-25g 的小鼠每次可采血 ； 体重 200-300g 大鼠每次可采血，可适用于某些生物化学工程的检验。4. 断头取血 采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大 小 鼠的 颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1

30、/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约；大鼠约 5-10ml 。5. 心脏采血 鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故 少用。活体采血方法与豚鼠相同。假设做开胸一次死亡采血，先将动物 作深麻醉，翻开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。小 鼠约；大鼠约。6. 颈动静脉采血 先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，别离皮下结缔 组织，使颈静脉充分暴露， 可用注射器吸出血液。在气管两侧别离出 颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将血滴入试管内。7. 腹主动脉采血 最好先将动物麻醉，仰卧固定在手术架上，从腹正 中线皮肤切开腹腔，使腹主动脉清楚暴露。用注射器吸出血液，防止 溶血。或

31、用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术剪 刀，剪断动脉，使血液喷入盛器。8. 股动静脉采血 先由助手握住动物，采血者左手拉直动物下肢， 使静脉充盈。或者以搏动为指标， 右手用注射器刺入血管。 体重 15-20g 小鼠采血约，大鼠约。实验动物用药量确实定及计算方法一动物给药量确实定1. 先用少量小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量 , 然后用小于中毒 量的剂量，或取致死量的假设干分之一作为应用剂量， 一般可取1/101/5 。2. 植物药粗制剂的剂量多按生药折算。3. 化学药品可参考化学结构相似的药物， 特别是化学结构和作 用都相似的剂量。4. 确定剂量后，如第一次用药的作用不明显，动物

32、也没有中毒的表 现, 可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，作用也明显，那么应降 低剂量再次实验。在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用 常随剂量的加大而增强。 所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验， 以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。 如实验结果出现剂量与 作用强度之间毫无规律时，那么更应慎重分析。5. 用大动物进行实验时， 防止动物中毒死亡 , 开始的剂量可采用鼠类 的 1/151/2, 以后可根据动物的反响调整剂量。6. 确定动物给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。 一般说确定的给药剂量是指成年动物的， 如是幼龄动物，剂量应减小。 如以狗为例：6 个月以上的狗给

33、药剂量为 1 份时， 36个月的给 1/2 份， 4589日的给 1/4 份， 2044日的给 1/8 份， 1019日的给 1/16 份。7. 确定动物给药剂量时， 要考虑因给药途径不同， 所用剂量也不同。 以口服量为 100 时，皮下注射量为 30 50，肌肉注射量为 20 30， 静脉注射量为 25。 二 人与动物的用药量换算方法 人与动物对同一药物耐受性不同， 一般动物的耐受性要比人大， 单位 体重的用药量动物比人要高。必须将人的用药量换算成动物的用药 量。一般可按以下比例换算：人用药量：1小鼠、大鼠：50100兔、豚鼠：1520 狗、猫：510以上系按单位体重口服用药量换算。如给药途

34、径为静脉、皮下、腹腔 注射，换算比例应适当减小些。实验动物给药途径和方法一皮下注射 注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有 5 1/2 号针头的注射 器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿 的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。兔在背部或耳根部注射。蛙 可在脊背部淋巴腔注射。二皮内注射 皮内注射时需将注射的局部脱去被毛， 消毒后，用左手拇指和食指按 住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连 41/2 细针 头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射 药液，此时可见皮肤外表鼓起一白色小皮丘。三肌肉注射 肌肉注射应选肌肉兴旺，无大血管通过的部位，一般多

35、项选择臀部。注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。给小 白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时， 用左手抓住鼠两耳和头部皮肤， 右手取连有 51/2 针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将 药液注入。四腹腔注射 用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注 射针头于左或右下腹部刺入皮下，使针头向前推，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液，为防止伤及内脏，可使动物 处于头低位，使内脏移向上腹。假设实验动物为家兔，进针部位为下腹 部的腹白线离开1cm处。五静脉注射 小白鼠和大白鼠：一般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有三根，左右两侧 及背侧各一根，左右两侧尾静脉比较容易

36、固定，多采用，背侧一根也 可采用，但位置容易固定。 操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯 中，使尾巴露出，尾部用4550C的温水浸润半分钟或用酒精擦拭 使血管扩张，并可使表皮角质软化， 以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧， 使静脉充盈， 用中指从下面托起尾巴， 以无名指和小指夹住尾巴的末 梢，右手持注射器连 41/2 号细针头，使针头与静脉平行小于 3 0C,从尾下四分之一处约距尾尖2-3厘米处进针，此处皮薄易 于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续 注入。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应尽 可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。几种常用的动物不同给药途

37、径的注射量注射途径F丿卜鼠卩大时短狗*1 -35-10肌肉0.1-0.辭0. 2-0. %0.5应山 5-1. 0-2-5打|0.5心1-23-105T.5 门皮下门0.1-0.曰0. 51.00. 5%1. A3. 0*3T2|六淋巴囊注射蛙类常采用此法，因其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。腹 部淋巴囊和头背淋巴囊常作为蛙类给药途径。 一般多项选择用腹部淋巴囊 给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再 进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。有时也可采用胸淋巴 囊给药。方法是将针头刺入口腔，使穿过下颌肌层入胸淋巴囊内注入 药液，一次最大注射量为1毫升。蛙全身分布为咽

38、、胸、背、腹侧、 腹、大腿和脚等七个淋巴囊。七经口给药在急性试验中，经口给药多用灌胃法，此法剂量准确，适用于小白鼠、 大白鼠、家兔等动物。小鼠、大鼠或豚鼠用输血针头或小号腰穿针头，将其尖端斜面磨 剂，用焊锡在针尖周围焊一圆头，注意勿堵塞针孔，即成灌胃针；亦 可用烧成圆头的硬质玻璃毛细管或特制的塑料毛细秋，作为导管。灌胃时将针按在注射器上，吸入药液。左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动 物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入 食道。动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。假设感到阻力或动物挣扎时， 应立即停止进针或将针拔出， 以兔损伤或穿破食道以及误入气管。一般当灌胃针插入小鼠 3

39、-4cm,大鼠或豚鼠4-6cm后可将 药物注入。常用的灌胃量小鼠为，大鼠 1-4ml，豚鼠为1-5ml。各种 动物一次灌胃能耐受的最大容积小鼠为， 大鼠4-7ml，豚鼠为4-7ml， 家兔为 80-150ml，狗为 200-500ml。八其它途径给药1 呼吸道给药 呈粉尘、气体及蒸气或雾等病症存在药物或毒气, 均需要通过动物呼吸道给药。如一般实验时给动物乙醚作吸入麻醉, 给动物吸一定量的氨气、二氧化碳等观察呼吸、循环等变化；给动物 定期吸入一定量的SO2锯末烟雾等可造成慢性气管炎动物模型等； 特别在毒物学实验中应用更为广泛。2皮肤给药 为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、 局部作用、 致敏作用

40、和光感作用等, 均需采用经皮肤给药方法。 如家兔和豚鼠常 采用背部一定面积的皮肤脱毛后, 将一定药液涂在皮肤上, 药液经皮 肤吸收。3脊髓腔内给药 此法主要用于椎管麻醉或抽取脑脊液。动物名称项即灌胃宀皮下注 射农肌肉注射门腹腔注射4静脉注射禎小白鼠最大给裁量P0. 4ml屮0. 4rtil*Jlml+J0.刼2使用针头门9钝头51吃片5(1/2；鼠 1/2%3大白鼬最犬给药量A1ml1ml卜0.钿2込4iol-使用针头。静脉切开5口鼠m最大给药量3irliIidI+jCL 5nl*J4ml+J5ml使用针知静脉切开针卩6(1/2)6(1/2)*沧5口兔3最大给药量口20iiiL*j2mK5ml

41、+J10ml使用针头门L0号屮6 (1/2)6(1/2)&导尿管口舲最丸合药量使用 针头门2QniltL0号420mlJ?屮加5ml+-&IOioI+j导尿管存蛙R淋巴囊注射最大注射量51/只心裸鼠标记有没有什么好的染料苦味酸是常用的染色剂，但是怕对裸鼠有伤害， 不知道这种担忧是否多余。有没有人做过裸鼠的实验，标记持久，并 且确实所使用的染色剂对裸鼠没有毒性谢谢了！1紫药水,缺点是标记不是很持久.2用记号笔可在尾巴上标记，这个比较简单实用，过一段时间你可以 重新描一下，本人经常这样使用。3裸鼠标记：可以用剪耳号，也可以用签字笔在裸鼠尾巴或耳朵上标记数字来标记，在是我们在实验中应用的方法4在小鼠

42、的耳朵上用耳号钳剪 V形豁口，左耳靠近头顶的一端边缘上 缘：一个豁口代表 1，下缘：一个豁口代表 3。右耳上缘：一个豁口 代表 10，右耳下缘：一个豁口代表 30。这样下来， 100 以内数量的 老鼠都可以在耳朵上标记出来了。 例： 75号- 左耳上 2个口下 1个 口，右耳上 1个口下 2个口如果有人要养更多，那么就在身上标记 百位数字吧， 比方剪尾巴剃毛什么的。 这样标记的好处是不会随着时 间和动物的活动而消失。5除了剪耳，还经常用给“耳穿孔的方法，用专用穿孔器。 将鼠的左右耳，分为上、中、下三局部。比方：左上孔是“ 1，左 中孔“ 2，类似排列，如果每组数量大，还可以穿两洞，甚至三洞，

43、如“左上 +左下代表为“ 12。裸鼠和黑鼠都可以用这种方法，就 是残忍点。6 可以剪脚趾，后脚从左到右 19，前脚从左到右 10100，如果是 43 号，那么前脚从左到右剪第四个脚趾，后脚从左到右剪第三个脚趾， 如此 OK！小鼠灌胃一是要保持小鼠的头部和颈部成一直线，方便灌胃针头进入； 二是动作要轻柔，从口角进入，防止损失食道。做的多了自然就熟练 了。具体操作过程如下：1. 准备灌胃针头。一般可以从市场上面买到，实在没有的话，可以 用 12 号的针头，剪去针尖，用砂纸将头端磨平，也可以用。但是买 的灌胃针头的头端用锡或者适宜的方法处理了针头的锐口， 自己用砂 纸不可能将所有的锐口都磨掉， 用这

44、样的针头灌胃， 损失小鼠食道的 可能性比较大。2. 抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线。抓小鼠的动作很简单，左 手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴， 另外三个手指抓住小鼠的颈部即 可。因为小鼠始终在活动中，假设一次抓的感觉不是很顺手，要放开重 新抓，不要逞强进行下一步操作。3. 抓好小鼠就可以灌胃了，一般用 1ml 的注射器配灌胃针头。灌胃 针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入 食管后会有一个刺空感，进入食道后就可以推注药液了。 我认为， 所谓的灌胃， 不必要灌胃针头进入小鼠的胃部， 进入食管后就可以推 药了，这样对小鼠食道的损伤要小点， 特别是要长期灌胃给药的情况 下。当

45、然，灌胃针头也可以再往里面深入一点，防止药液从口中流 出。4. 灌胃容积一般是10g,最大10g，每只小鼠的灌胃最大容积不超过。小鼠腹腔注射1. 小鼠腹腔注射可以用 1ml 的注射器，配合 4 号针头。2. 腹腔注射时右手持注射器， 左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴， 另外三个手指抓住小鼠的颈部， 使小鼠的头部向下。 这样腹腔中的器 官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进 针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。3. 尤其是对于体重较小的小鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿 行一小段距离， 最好是从腹部一侧进针， 穿过腹中线后在腹部的另一 侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头

46、，并轻微旋转针头，防止 漏液。4.小鼠腹腔注射的给药容积一般为 510ml/kg。小鼠静脉注射操作步骤：1. 首先要固定小鼠，最简单的固定方法就是把小鼠放在盒子里面， 让它的尾巴伸在盒盖的外面，用手抓住小鼠尾巴，轻轻往外拽，就可 以固定好小鼠了。这种固定方法，小鼠可以在盒子里面活动，固定的 也不是很牢固， 但是只要你尾静脉注射的手法很熟练， 就足以用来注 射了。还有的固定方法就是用一个小的圆筒，最好是金属做的， 可以在当 地的铁匠铺，或者买白铁铺里面定做首先是金属比较结实，而且可 以用来固定在铁架台上， 方便操作。圆筒的一段有个盖子可以拿下来， 盖子中间有个小孔， 可以让小鼠的尾巴伸出来 中间

47、的小孔可以用胶 布缠一下，防止锐利的边缘割伤小鼠尾巴 。另外一段可以用金属网 的结构，网的形状可以做成子弹头的头端形状。 网状结构可以让光线 透近来，方便小鼠钻进圆筒里面。圆筒的长度约 10cm直径约3 4cm可以做个系列长度和直径的圆筒，适合不同大小的小鼠。2. 固定好小鼠后就是注射了，一般用一次性的 1ml 的注射器就可以 了，玻璃 的 1ml 的注射器也可以用，针头用 4号的就可以了。3. 注射前首先要让小鼠的血管充盈。可以采用 75%的酒精棉球擦拭 的方法或者采用温水浸泡的方法。 假设小鼠的血管很不清楚， 推荐采用 温水浸泡的方法，水温以不烫手为宜。温水浸泡 23分钟后，取出 小鼠尾巴

48、，用干棉球擦拭。等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球擦拭 后就可以进针了。假设血管还不充盈，可以反复用温水浸泡，切不可冒 险注射，除非你手法很熟练，另当别论。4. 小鼠尾部共有四条血管， 一般认为左右的两条静脉比较容易注射， 多采用这两条静脉进针。 一般要求进针部位靠近小鼠的尾端， 这样假设 注射失败的话， 还可以再向上选择进针点。 但是进针部位也不可以太 靠下，因为越往下，静脉越细，操作越难，一般以小鼠尾巴下三分之 一的位置比较好。5. 最关键的就是进针了。进针时操作者左手食指和拇指固定住小鼠 的尾巴，让小鼠的尾巴在经过拇指后向下弯曲， 进针点靠近拇指指甲。 针头和血管呈约 30角，针尖斜面朝上

49、，轻轻挑刺入皮肤后针头立 即和血管平行， 一般情况下一次就可以进入血管， 可以将针头刺入血 管一大半，左右轻轻晃动针头，确定针头在血管内，就可以推注药液 了，正常情况下，推注的过程应该没有明显阻力，血管也不会鼓起。 推液时动作宜轻柔，假设发现血管鼓起，那是针头没有刺入血管，需立 即拔出针头。皮下注射给药 将药液推入皮下结缔组织， 经毛细血管、 淋巴管吸收进入血液循环的过程。作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。操作时，常规消毒注 射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把 针头轻轻向左右摆动，易摆动那么表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无 回血，可缓慢地将药物注入皮下。拔针时左手拇

50、、食指捏住进针部位 片刻，以防止药物外漏。注射量约为10g体重。肌肉注射给药 小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。当给小鼠注射不溶于水而 混悬于油或其他溶剂中的药物时， 采用肌肉注射。 操作时 1 人固定小 鼠，另一人用左手抓住小鼠的 1 条后肢，右手拿注射器。将注射器与 半腱肌呈90角迅速插入1/4，注入药液，用药量不超10g体重。 静脉注射给药小鼠放在金属笼或鼠夹中， 通过金属笼或鼠夹的孔拉出尾巴， 用左手 抓住小鼠尾巴中部。小鼠的尾部有 2条动脉和 3 条静脉， 2条动脉分 别在尾部的背侧面和腹侧面 ,3 条静脉呈品字型分布，一般采用左右 两恻的静脉.拔去沿尾部静脉走向的毛，置尾巴于

51、45 50C温水中浸 泡几分钟或用 75%酒精棉球反复擦拭尾部，以到达消毒和使尾部血管 扩张及软化表皮角质的目的。 行尾部静脉注射时， 以左手拇指和食指 捏住鼠尾两恻，使静脉更为充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指 夹住尾巴的末梢 , 右手持 4 号针头注射器，使针头与静脉平行 小于 30角，从尾巴的下 1/4 处进针，开始注入药物时应缓慢，仔细观 察，如果无阻力，无白色皮丘出现，说明已刺入血管，可正式注入药 物。有的实验需连日反复尾静脉注射给药， 注射部位应尽可能从尾端 开始，按次序向尾根部移动，更换血管位置注射给药。注射量为10g体重。拔出针头后，用拇指按住注射部位轻压 12min,防止出

52、血。小鼠采血1 剪尾采血手拇指和食指从背部抓住小鼠颈部皮肤， 将小鼠头朝下， 小鼠保定后 将其尾巴置于 50热水中浸泡数分钟，使尾部血管充盈。擦干尾部， 再用剪刀或刀片剪去尾尖 12mm用试管接流出的血液，同时自尾 根部向尾尖按摩。取血后用棉球压迫止血并用6%液体火棉胶涂在伤口处止血。每次采血量。2摘除眼球采血 左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位，左手食指尽量 将小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。用眼科弯镊迅速夹去眼球， 将鼠倒立，用器皿接住流出的血液。采血完毕立即用纱布压迫止血。每次采血量。3心脏采血 小鼠仰卧位固定，剪去胸前区被毛，皮肤消毒后，用左手食指在左侧 第 34 肋间触

53、摸到心搏处，右手持带有 45号针头的注射器，选择 心搏最强处穿刺，当刺中心脏时，血液会自动进入注射器。每次采血 量。量。4断头采血动物医学论坛右手用剪刀剪断小鼠颈部约 1/2 4/5 ，让血液流入试 管。此法可采血。swordzjsh 肿瘤造模实验中的一点心得动物选择：KM小鼠，裸鼠，C57等均可作为，但是个人认为 KM能做出来最好，毕竟比较有普遍性，还是正常生理状态的健康动物， 比较有说服力，还廉价，裸鼠或者其他特定品种，比较适合特定的瘤 株瘤株类型： H22 ;S180; EAC 等关于肿瘤细胞活力的问题： 一般买回来的瘤株， 需要经过复苏过 程，很多人复苏以后就直接给动物接种了， 或者传

54、一代以后就开始实 验了，一般这个时候肿瘤细胞活力往往是不够的， 很难在短时间内长 到规定重量， 所以建议至少在动物体内传 2 代，让肿瘤细胞活力充分 表达以后再开始用于实验。关于接种部位的问题：以小鼠为例一般可以选择腋下或者后肢， 有的文章说是背部接种，但是背部血管不兴旺，营养不够，一般不建 议采用。接种一般采用皮下注射，针头我喜欢沿皮肤水平进入，然后 挑起表皮，注射，接种后 3 天我开始给药。给药时间： 一般从开始造模起 2 周内我就会处理动物了， 因为肿 瘤如果扩散后会导致动物的大量死亡， 毕竟是肿瘤啊， 动物大量死亡 的时间也相对集中，也许前一天还好，过一晚上就死掉不少，那个时 候你哭都

55、找不到坟头，只要肿瘤差不多够重了就处理吧。 关于进食水的问题：别个都要死掉了，就别吝啬了，想吃就吃，想喝 就喝吧。关于模型对照组的问题： 我已经在别的帖子里面强调过了，这 次再强调一下， 接种以后一定要每天去骚扰它们一下， 我有次试验偷 懒，模型组没有管他们，结果模型组的肿瘤最后比给药组还小，都只 有绿豆大，导致试验失败， 郁闷死，后来重做的时候每天坚持给模型 组生理盐水，结果肿瘤疯长。说起来很奇怪，但是这个是事实，以后 我再没有偷懒过，每次都成功复制出了模型。关于肿瘤重量的问题：模型组肿瘤重量应该不低于0。5g,我不记得在哪本书上看到的了，反正是有个规定的剥瘤zhangweilcb ：腋窝的

56、肿瘤长到第 12 天时，肿瘤在 2.0g 左右，我在 剥瘤子时感觉比较困难， 对于一个瘤子， 在剥的前半段还是比较好剥 的，但越往里越难剥，主要是瘤子在腋窝深处和小鼠的右肢长到一块， 不容易区分，每次剥完后， 在最里面总感觉还剩一点肿瘤在那里。而 且，经常把血管剪破，导致血液流出。不知该如何处理。肿瘤细胞可 否接种到小鼠腋窝偏下，或是接近腹部我想这样在剥瘤子时会轻松 些，请指教。swordzjsh ：接种的时候要精确控制接种在皮下，靠皮内会与皮肤强 烈粘连，靠肌肉会与肌肉强烈粘连，而且不要太靠腋窝里面，可以往 尾部靠一些，多接几次体会一下吧。 另外也可以稍微的往背部靠一点， 不要往腹部靠，容易

57、使肿瘤被垫料磨烂。药效筛选zhangweilcb ：在药物抗肿瘤实验中，我看到文献中很多都是设置 3 个梯度，可否多设置几个而且在很多实验中可以计算药物的LD50，或是IC50，我想在小鼠肿瘤实验中可否算药物的肿瘤半抑制率。 我们有一个药的几个类似物， 想比较一下它们的抗肿瘤活性， 我该如 何设置这几个药的剂量我有这么几个方案，请大家指教：a。每个药三个剂量，分别为 LD50的1/5，1/10，1/20。b。每个药都是同一个剂量，0。3mg/kg。我想比较在同一个浓度下， 它们对肿瘤的抑制效果。 另外，我想打入腹腔的药物的浓度是在同一 摩尔浓度好呢， 还是同一的 mg/ml 浓度好呢这几个类似物的分子量相 差也不是很大