动物实验操作要领

1、实验动物操作技术,南阳市汇博生物技术有限公司 研发部,1,.,1. 常见实验动物介绍 2. 实验动物的捉拿与固定 3. 实验动物的麻醉 4. 供试品的给予方法 5. 实验动物的安死术 6. 动物实验中的安全防护,2,.,实验动物,实验动物（Laboratory animals）是专门培育供实验用的动物，主要指作为医学、药学、生物学、兽医学等的科研、教学、医疗、鉴定、诊断、生物制品制造等需要为目的而驯养、繁殖、育成的动物。例如小鼠和大鼠是首先按实验要求，严格进行培育的实验动物，其次如地鼠类、豚鼠、其它啮齿类、鹌鹑等亦已实验动物化。,3,.,实验动物分类,普通动物用于研究所获得的实验结果的反应性差

2、，故主要用于生物医学示教或为某项研究进行探索方法的预试验。 清洁动物是目前国内科研工作主要要求的标准实验动物，适用于大多数科研实验。无特定病原体动物（SPF）是理想的健康动物，用它来研究，可排除疾病或病原的干扰，适用于所有科研实验、生物制品生产及检定，是国际公认的标准实验动物。涉及具有国际交流意义的重大课题，最好选用无特定病原体动物。 无菌动物是一种非常规动物，仅适用于特殊研究目的，如微生物与宿主、微生物间的相互作用，免疫发生发展机制，放射医学等方面的研究。由于无菌动物体内无任何可检出的微生物，使实验简洁明确，给课题研究带来极大方便。,4,.,第一部分 常用实验动物 小鼠、大鼠、 豚鼠、地鼠（

3、仓鼠）、 兔、犬、 猴、猫、 猪、鸡、 鱼、等。,5,.,啮齿动物包括啮齿目和兔型目 大鼠小鼠、豚鼠均属于动物界 脊索动物门 哺乳纲 啮齿目；兔类属于兔型目，包括兔科和鼠兔科。 啮齿动物的主要特点是：上颌和下颌各两颗会持续生长的门牙，啮齿目动物必须通过啃咬来不断磨短这两对门牙。哺乳动物中百分之四十的物种都属于啮齿目，而且在除了南极洲的其他所有大陆上都可以找到其大量的踪迹。,6,.,小鼠的生物学特性及选择应用,一、生物学特性 1.对外界环境反应敏感，适应性差，强光或噪声刺激时，可能导致哺乳母鼠神经紊乱，发生食仔现象。温度过高或多低时，生殖能力下降，严重时会发生死亡； 2.对多种毒素和病原体易感，

4、百万分之一的破伤风毒素能使小鼠死亡； 3.对致癌物敏感，自发性肿瘤多。,7,.,在生物医学中的选择应用,在生物医学领域中，小鼠因其自身的特点，是用途最广泛、使用量最大的哺乳类实验动物。 1. 小鼠广泛用于药品的毒性试验及三致(致畸、致癌、致突变)试验。 2. 小鼠常用于药物对疾病疗效筛选试验,如抗肿瘤药物,抗结核药物,抗疟疾药物等的筛选；,8,.,大鼠的生物学特性及选择应用,生物学特征 一般特性 1.对营养缺乏非常敏感，特别是维生素A和氨基酸供应不足时，可发生典型的缺乏症状。 2.大鼠不能呕吐。,9,.,3.对外部环境反应敏感 喜静环境，夜间活动，噪音和不适光照对繁殖影响很大。 对饲养环境中的

5、粉尘、氨气和硫化氢等极为敏感，如果饲养室内空气卫生条件较差，在长期慢性刺激下，可引起肺部大面积的炎症。 对饲养环境中湿度极为敏感，相对湿度低于40时，易患环尾病，还会引起哺乳母鼠食仔现象发生，一般饲养室湿度应保持在5065之间。,10,.,营养学研究,大鼠对营养缺乏比较敏感，可发生典型的症状，是研究营养学的首选动物。 常用于蛋白质缺乏、氨基酸、维生素和无机离子代谢等研究； 用于营养不良和饥饿对身体发育所产生不利影响的研究；,11,.,用于代谢性疾病的研究 自发高血压肥胖大鼠SHR/N-CP 用于研究型糖尿病； 自发糖尿病大鼠“BB”Wistar用于研究型糖尿病； 盐敏感大鼠Ds用于高盐对生理因

6、素的影响。,12,.,药物学研究,大鼠由于繁殖力强、易饲养、体型大小合适、给药容易、采样方便、畸胎发生率低、行为多样化，被广泛用于药物毒力、药效评价、新药筛选等研究。 大鼠广泛应用在各种药物的毒理学研究中，如急性、亚急性和慢性毒性试验、生殖毒性试验和药物依赖试验等; 大鼠也经常用于“三致”试验研究。,13,.,药物药效研究,1. 神经系统疾病药物药效评价。特别对影响副交感神经效应器接点的药物研究时，首选大鼠。 2. 心血管疾病药物的药效评价，大鼠的血管阻力和血压对药物的反应均很敏感，与人类或大动物的反应均较一致。例如SHR大鼠是研究高血压药物的极好的动物模型。 3. 治疗炎症药物药效评价，大鼠

7、踝关节对炎症反应敏感，用于抗关节炎药物的研究。,14,.,豚鼠的生物学特性及选择应用,生物学特性 1.豚鼠为草食性动物，喜食纤维素多的饲料； 2.豚鼠对外界刺激极为敏感。 听觉发达、易惊-怕噪音； 短被毛紧贴皮肤-怕高温、高湿； 喜活动、爱群居-不宜单笼饲养。,15,.,3.身体短粗，尾巴只有残迹，胃壁簿，盲肠发达； 4.晚成动物，孕期比大、小鼠长，产仔少，所以品系少； 5.自身不能合成维生素C； 6.自动调节体温能力较差，饲养最适温度为1822； 7.易引起变态反应，产生大量补体。染色体为32对.,16,.,17,.,在生物医学中的选择应用,免疫学研究 豚鼠血清中含有丰富的补体，是所有实验动

8、物中补体含量最多的一种动物,其补体非常稳定，免疫学实验中所用补体多来源于豚鼠。 豚鼠是过敏性休克和变态反应研究的首选动物，特别是迟发型超敏反应与人相似。,18,.,兔的生物学特性及选择应用,生物学特性 1.草食性动物，性情温顺，群居性差。 2.家兔喜干怕热，适宜的环境温度因年龄而异，初生仔兔窝内温度3032，成年兔202。 3.有食粪特性：软粪在晚上排出，含有较丰富的粗蛋白和维生素，家兔直接由肛门吞食软粪。,19,.,皮肤反应试验 兔对刺激反应敏感，反应近似于人，常用兔作为毒物、药物、化妆品等对皮肤局部作用的研究。 胆固醇代谢和动脉粥样硬化症研究 兔对致病胆固醇的敏感性高，造型时间短，成型快。

9、家兔模型的病变与人类基本相似。,在生物医学中的选择应用,20,.,第二部分 动物实验前的准备,一、动物实验室的选择 二、实验动物的购买 三、实验动物编号与标记,21,.,动物实验室的选择,1.根据实验目的选择合适的实验室及饲养室。 2.动物实验室要与实验动物同等级别。 3.饲养室应符合实验动物的生活习性及国家实验动物设施各项标准。,22,.,实验动物的购买,1.应购买有实验动物生产供应许可证的单位所生产繁殖的实验动物，并应索取相应实验动物的质量合格证明。 2.如果从外地购买的动物，应考虑运输中的各种因素对实验动物的影响，并应查阅运输检疫证明。 3.购买的动物需要经过3-7天的隔离检疫、观察。,

10、23,.,实验动物编号与标记方法,（一）染色法： 1、单色涂染法：在每组动物不超过l0只或一个实验不超过40只的情况下适用。 实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂：3-5苦味酸溶液， 可染成黄色。,24,.,方法步骤： (1)涂染原则：从左到右、从上到下。 (2)左前肢为l号、左侧腹部2号、 左后肢3号。 (3)两耳后部4号、背中部5号、 后肢背部6号。 (4)右前肢7号、 右侧腹部8号、 右后肢9号。 (5)尾巴根为10号。 （6）额部为20号,25,.,2、双色涂染法： 在每组动物不超过100只的情况下 适用。 实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂： (1)3-5苦味酸溶液，可染成黄色 作为“

11、个”位数。 (2) 0.5%中性红或品红溶液，可染 成红色作为“十”位数。,26,.,方法步骤： (1) 用两种颜色同时进行染色标记。 (2) 用苦味酸(黄色)染色标记作为个位数，个位数的染色标记方法同单色涂染法。 (3) 用品红(红色)染色标记作为十位数，,27,.,第三部分 实验动物的捉拿与固定,大小鼠的捉拿与固定 豚鼠的捉拿与固定 兔的捉拿与固定,28,.,一、小鼠的抓取： 器材：小鼠饲养盒+面罩1套。 方法步骤： 1、用右手拇指和食指捏 住小鼠尾巴中部将小鼠提 起，放在饲养盒的面罩上。 2、用左手拇指和食指迅速、 准确地捏住小鼠的两耳后及 颈背部的皮肤，将小鼠提起。,29,.,3、翻转

12、左手掌，以左手掌心和中指夹 小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条 直线。 4、用左手无名指 压住小鼠背部的 皮肤，小指压住 小鼠的尾巴根部。 5、松开捏住小鼠尾 巴的右手拇指和食指。 此法适用于肌注、腹腔注射、灌胃等,30,.,1,2,4,3,31,.,大鼠的抓取,大鼠的抓取保定： 器材：大鼠饲养盒 + 面罩 1套。 方法步骤： 4-5周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，则： 1、首先戴好防护手套。 2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部 将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。 3、左手顺势按、卡在大鼠躯干 背部，稍加压力向头颈部滑行。 4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳 后部的头颈皮肤，其余三指和手掌

13、 握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。,32,.,1,2,4,3,33,.,豚鼠的抓取,器材：大鼠饲养盒+带面罩 l套。 方法步骤： 1、先用左手轻轻扣、按住豚鼠背部。 2、顺势抓紧其肩胛上方皮肤， 拇指和食指环箍其颈部。 3、用右手轻轻托住其臀部， 即可将豚鼠抓取保定。,34,.,1,2,4,3,35,.,5,6,7,36,.,注意： 1. 豚鼠较为胆小易惊，不宜强烈刺激和受惊，所以在抓取时，必须稳、准和迅速； 2.抓豚鼠时，也不能单纯抓取背腹部，否则易造成肝破裂而引起死亡。,37,.,步骤： 1、用右手抓住兔 颈部的被毛和皮肤， 轻轻把兔提起。 2、用左手托住兔 的臀部。,兔的抓取,38,.,

14、1,2,4,3,39,.,注意： 不能单纯抓双耳或抓提背腹部的毛皮。 盒式固定，适用于兔耳采血、 耳 血管注射等情况。,40,.,实验动物的麻醉,动物麻醉是消除动物手术疼痛，便于实验操作，保证动物安全，为手术创造良好的条件。 动物全身麻醉分四期： 1.第一期：随意兴奋期，出现运动与运动失调； 2.第二期：不随意兴奋期，由意识完全丧失至规则的自动呼吸开始时止。 3.第三期：外科麻醉期， 4.第四期：延髓麻醉期，进入此期，麻醉已严重过量。,41,.,麻醉方法与麻醉药,麻醉方法：全身麻醉和局部麻醉，通过吸入、注射（静脉、皮下、肌肉、腹腔）、口服、灌胃等方法使动物麻醉。 常用麻醉药物：乙醚（吸入），戊

15、巴比妥钠、硫贲妥钠、氯胺酮（静脉），普鲁卡因、利多卡因（局麻）。,42,.,麻醉药物应用原则： 依据动物体重计算麻醉药物的剂量； 依据动物生命体征变化控制给药速度； 掌握宁少勿多、分阶段给药的方式。,针对不同的动物，选择不同的麻醉药物、实施不同的麻醉方法。,43,.,常用麻醉药的剂量及注射途径,44,.,麻醉注意事项,麻醉前应禁食8 h以上 麻醉前应准确称体重 注意麻醉剂量 麻醉过程中注意观察动物的反应情况 注意保温 静脉注射时必须缓慢， 在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平,45,.,第四部分 供试品给予方法,实验动物常用的给药方法有口服、注射、吸入等 一、经口给药 1.自动口服给

16、药： 2.灌胃给药:是借器械将药物直 接灌入动物胃内的方法。 此法可以准确控制给药量， 但如果操作不当易造成动物死亡。,46,.,方法步骤： 1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药液。 2.操作前，大致量一下从口到胃的距离，估计灌胃针头插入的深度。 3.左手捉持动物，使头部向上。 3、右手持针，把灌胃针头的前端放进动物的口腔，顺着上腭部插入咽部，顺咽后壁轻轻往下推，灌胃针会顺着食管滑入动物的胃内，此时没有抵触感。 4、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中的药液灌入动物的胃中。,（1）大小鼠灌胃：,47,.,剂量：小鼠约0.1-0.5 mL/10g体重。最大体积为1.0mL/只 大鼠约1-

17、2 mL100g体重，最大体积为4.0mL/只 注意：在灌胃过程中，避免误插入气管。,48,.,1,2,4,3,49,.,（二）注射给药 1. 皮下注射给药 原理：将药液注入皮下结缔组织，经 毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环。 器材：1mL注射器1支、生理盐水、烧 杯、酒精、碘酒、棉球。,50,.,方法步骤： (1)注射部位：颈背部、腋下、腹侧和后肢的皮下 (2)常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一锐 角角度刺入皮下. (3)将针头轻轻向左右 摆动，易摆动则表示已 刺入皮下，再轻轻抽吸， 如无回血，可缓慢地将 药物注入皮下。 注射量：0.1mL-0.3mL/10g 体重。,51,.,2.皮内

18、注射,此法用于观察皮肤血管通透性变化或皮肤反应。 注射部位：动物背部 脱毛，用针头平直进入皮内 注射药液后，皮肤表面鼓起小泡，停片刻拔出针头。,52,.,3.肌肉注射给药 原理：将药液注入动物的肌肉组织，经 毛细血管吸收进入血液循环。 器材：1mL注射器1支、生理盐水、烧 杯、酒精、碘酒、棉球。 注射部位：一般选择肌肉丰富而无大血管通过的臀部或大腿外测，回抽无血即可注射。,53,.,4.腹腔注射,原理：将药液注入小鼠的腹腔。 器材：注射器1支、生理盐水、烧杯、 酒精、碘酒、棉球。,方法步骤：,(1)用左手将小鼠捉持保定，使鼠腹部 朝上，鼠头略低于尾部。 (2)右手持注射器将针头在下腹部靠近 腹

19、白线的两侧进行穿刺。,54,.,5.静脉注射给药 (1)大小鼠尾静脉注射 原理：将药液注入小鼠的尾静脉。 器材：1m1注射器1支、生理盐水、烧 杯、金属笼或大小鼠器 、 酒精、碘酒、棉球。,55,.,方法步骤： (1)将大小鼠放在金属笼或小鼠固定器 中，通过金属笼或大小鼠固定器的孔拉出鼠尾巴。 (2) 用左手捏住鼠尾巴中下部，用75 酒精棉球反复擦拭尾部。,56,.,(3) 注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾 两侧，用食指从下面托起尾巴，以无 名指夹住尾巴的末梢。 (4) 右手持4号针头的注射器，使针头与 静脉平行（小于30度角）。,57,.,(5) 从鼠尾巴下1/4处进针，仔细观察， 如果无阻

20、力，无白色皮丘出现，说明 已刺入血管，即可注入药物。 (6) 拔出针头后，用干棉球压住注射部位 约l、2min，防止出血。 注射量：小鼠 0.05m1-0.1m1/10g体重。 大鼠1.0-2.0m1/100g体重,58,.,（2）兔耳缘静脉给药 原理：穿刺兔的耳缘静脉 器材：兔保定架、注射器1支、生理盐水、 烧杯、酒精、碘酒、棉球。,方法步骤： (1) 将兔放在保定架内保定。 (2) 酒精消毒并揉搓血管， 使兔的耳缘静脉充盈。,59,.,(3) 用左手食指和中指夹住兔的耳缘静脉 的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指和小指放在耳廓下作垫。 (4) 右手拿注射器，针尖的斜面朝上，将针头从远心端插入

21、血管，放松对静脉近心端的压迫，回抽有血即可注射，拔针后用棉球止血。,60,.,第五部分 实验动物的安死术,实验动物的处死必须遵循实验动物的伦理要求和动物福利法按照人道主义原则处死实验动物。 一、“安死术”的概念：即安乐死术，是指以人道的方法处死动物过程。在处死动物的过程中尽量减少动物的惊慌、焦虑，使其安静地、无痛苦地死亡。 二、采用安死术必须符合的标准。,61,.,安死术的常用方法,颈椎脱位法 是将实验动物的颈椎脱臼，断离脊髓 致死，为大、小鼠最常用的处死方法。 空气栓塞法 处死兔、猫、犬常用此法，兔、猫为20-40ml,犬为80-150ml. 过量麻醉处死 此法多用于处死大鼠、豚鼠和家兔,吸

22、入乙醚或腹腔注射巴比妥钠。 二氧化碳吸入法 让实验动物吸入大量C02等气体而中毒死亡。 断头处死法、击打头盖骨处死法,62,.,第六部分 动物实验中的安全防护,主要是指在实验过程中可能对实验人员造成的危害和对公共环境造成的污染等各种不安全因素进行的防护。包括防火、防毒、防爆、防触电、防辐射、防外伤、防动物咬伤、防动物传染。,实验人员的安全管理,人员安全教育 实验人员的健康管理 以外损伤的防护,63,.,动物实验常用手术器械,64,.,粗剪 用于蛙类实验中的剪骨、肌肉和皮肤等粗硬组织以及家兔等实验动物的剪毛。 剪毛时，剪毛剪自然落下逆毛方向一次次将毛剪下即可，加力下压或一手提起被毛，均易剪破皮肤。剪下的毛应集中放入加有清水的污物盒内，避免到处飞扬。,65,.,手术剪,用于剪线和剪开、分离组织。有直、弯、尖头、圆头、大、小之分，根据不同用途选用。手术操作中用于沿组织间隙进行分离和剪断组