药理学实验指导

药理学实验指导药理教研室2006年秋季要求药理学实验课是药理学教学的重要组成部分，其目的在于通过实验，不仅仅是验证药理学中的重要基本理论，牢固地掌握药理学的基本概念，以便正确地应用于临床；更重要的是加强智能培养：了解获得药理学知识的科学途径，使学生掌握进行药理学实验的基本方法和技能，培养与提高自学、独立思考、独立工作、科学思维、实验设计与统计的能力，初步具备对事物进行客观的观察、比较、分析、综合和解决实际问题的能力。同时，通过实验培养学生对科学工作的严肃态度、严格的要求、严密的工作方法和实事求是的作风。为了达到上述目的，要求做到下列事项：一、实验前1.仔细预习《药理学实验教程》，了解拟进行实验的目的、要求、方法和操作步骤，领会其设计原理。2.结合实验内容，复习有关药理学、生理学、生物化学等方面的理论知识。3.预测实验中各步骤可能出现的情况，注意实验中可能发生的问题。

二、实验时1.实验分小组进行，每次实验前做好明确分工，同时要密切配合，使实验时能各尽其责，有条不紊地完成实验。2.先检查仪器、药品、动物是否与实验教程相符合，将实验器材妥善安排、正确装置。3.严格按实验讲义上的步骤进行操作，准确计算给药量，注意爱护动物和标本，节约实验材料和药品。4.保持实验室安静和实验台面清洁与整齐，注意遵守实验室规则，当仪器损坏时，应立即报告教师，按规章处理。5.细致地观察实验过程中出现的现象，随时记录药物反应的出现时间、表现及最后转归，理论联系实际，动脑思考，克服对教师的依赖性。三、实验后1.认真整理实验结果，必要时对实验结果进行统计学处理，经过分析讨论，作出结论，写出实验报告，按时交指导老师。2.整理实验器材，均应主动参加洗净、擦干和妥善安放等收尾工作。将死动物及其它废物丢入指定场所，做好实验室清洁卫生。四、对实验指导教师的要求1.明确实验目的和要求，精通实验内容及各项实验在整个实验课中所处的地位。2.指导实验课要认真、耐心指导学生进行实验技术操作，培养学生独立分析问题和解决问题的能力和严肃、严谨的科学作风。3.仔细评阅实验报告，加强对学生实验成绩的考核工作。4.带实验课前必须参加预试验，它是正式实验前的关键步骤。根据预试所得结果或经验，对原实验设计作必要的修正，确定实验动物的种类和例数，检查观察指标是否客观、灵敏、可靠，改进实验方法和实验技术，摸索药物剂量/浓度与反应之间的关系，以便确定最适剂量。确保正式实验有条理、按秩序的顺利进行。以上从学与教两方面提出要求，师生双方通过共同努力，才能达到药理学实验课的教学目的。药理学实验的基本知识和技术一、实验动物的捉拿、固定及给药方法1.小白鼠：右手抓住鼠尾，放在台上或鼠笼盖铁丝网下，然后用左手拇指沿其背部向前抓住其颈部皮肤，并以左手的小指和掌部夹住其尾固定在手上。另一抓法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾尖，后用手掌及小指夹住其尾巴，再以拇指及食指捉住其颈部皮肤。前一方法易学，另一方法稍难，但便于快速捉拿给药。小鼠灌胃（ig）法：将小鼠固定后，右手持装有灌胃器的注射器，自口角外插入口腔，沿上颚插入食道。如遇阻力，可将注射器拔出再插，以免穿破食道或误入气管，造成动物死亡。灌胃容量一般为0.1—0.2ml/10g，不超过0.5ml/只。小鼠皮下注射(sc)法：两人合作，一人一手抓住小白鼠头部皮肤，另一手抓住鼠尾。另一人注射药物。注射部位在背部皮下组织。如一人操作时，左手抓鼠尾，让鼠爬在铁丝笼上，右手将抽好药液的注射器针头插入背部皮下组织。如一人操作时，左手抓鼠尾，让鼠爬在铁丝笼上，右手将抽好的药液的注射器针头插入背部皮下将药注入。注射量不超过0.5ml/只。小鼠腹腔注射(ip)法：左手持鼠，右手持注射器从下腹左或右侧（避开膀胱）朝头部方向刺入，宜先刺入皮下，经2—3mm再刺入腹腔，此时针头与腹壁的角度约45度。针尖插入不宜太深或太近上腹部，避免刺破内脏，注射量一般为0.1—0.25ml/只。小鼠尾静脉注射法(iv)：将小鼠置于固定器内，使其尾巴露出，用70%酒精擦尾部，或将鼠尾浸入50℃热水中。待尾部静脉扩张后，左手拉尾，右手进针。注射容量不超过0.5ml/2.兔：用手抓起它脊背近后颈处皮肤，抓的面积越大其持重点越分散。如家兔肥大，应再以另一手托住它的臀部，将持重点承托于手上。将兔作仰卧位，一手仍抓住颈部皮肤，另一手顺其腹部抚摸至膝关节，压住关节。另一人用绳带捆绑四肢，使兔腹部向上，固定在兔手术台上。头部则用兔头固定夹固定。兔灌胃法：二人合作，一人固定家兔于两膝之间，一手固定兔头，使头部后仰，另一手将开口器插入兔口，并向后翻转数次，使兔舌伸直并压在开口器下面。另一人将胃管从开口器中央孔也插入口内缓慢插入食道和胃。插管时感觉顺利，动物不挣扎，也不屏气，表示胃管在胃内，为慎重起见，将胃管外端放入水中，当兔呼气时，未见气泡出现，即证实胃管在胃内，然后将药液缓缓经胃管注入。灌胃容量一般为10ml/kg。兔耳静脉注射法：两人合作，一人固定兔身及兔头，一人将兔耳后缘之毛拔去，显露耳缘静脉，用手指轻弹耳壳，使血管扩张。助手左手指压住耳缘静脉根部，待血管明显充血后，将抽好药液的注射器从静脉近耳尖处插入血管。针头刺入血管以后，以左手拇指和食指将针头与兔耳固定，不让针头滑动。放开耳根静脉手指压力，即可注入药液，若针头确实在血管内，则推药通畅无阻力，并见血液被药液冲走，如沆入皮下则耳壳肿胀、推注不顺，需拔出重新注射。注射守毕，用手指按在针眼上，然后将针尖抽出，并继续用手指或加棉球轻轻按压2—3分钟，以防出血，注射量0.5—2.5ml/kg。3.大白鼠：以左手或持夹子抓住鼠尾，左手戴防护手套或用厚布盖住鼠身作防护，握住其整个身体，并固定其头骨，防止被咬伤，注意不要握力过大，勿捏其颈部以免窒息致死，根据实验需要可指定于大鼠固定笼内或用绳绑其四肢，固定于大鼠手术台上。大白鼠灌胃、腹腔注射、静脉注射均可一人操作，基本方法与小鼠相似。也可将大鼠腹股沟切开，从股静脉注射药物，也可从外颈静脉插管给药（麻醉后）。二、药理实验设计的基本原则重复：重复的目的是看实验结果的重现率，重现率越高，实验的可信性就越好。重现率在95%以上者，可认为实验相当可靠，两药平均值或效率的差别有显著意义，并用“P（机率）<0.05”来表示，意即指：“不能重现的可能性小于5%”，如重现率在99%以上者可信为实验非常可靠，可做出“差别有非常显著意义”的结论并用“P<0.01”来表示；重现率小于95%者，说明重复同样实验100次，将有5次以上机会出现相反的结果，固此认为两药的差别可能是个体差异而造成的，统计学上可做出“两组差别并无统计学意义”的结论，并以P>0.05来表示。但这种结论并不意味着两组无差别。一般可在检查原因后，改进实验条件，增加实验例数，还有可能提高实验的重现率，达到统计学上有显著意义的水平。实验结果的实际价值，不但需从统计结论来看，还应从专业角度来看。在统计学上都是达到2.对照：对照是比较的基础，没有比较就没有鉴别，也就谈不上科学性。对照应符合“齐同可比”原则，除了所研究的因素（药物）外，其他条件各组也应一律“齐同”。如动物的性别、年龄、体重。一般健康状况等，也应基本一致，只有这样才能具备“可比性”。所以实验设计必须设立对照组。对照组的类型有以下三种：（1）阴性对照：包括①空白对照，即不给任何处理的正常动物作对照，较少用。②假处理对照，即除不用被研究的药物外，对照组的动物重经受同样的处理，如麻醉、手术、注射不含药物的溶媒等。这种对照的可比性好，较常用。（2）阳性对照：包括①标准品对照，即以典型药物划标准品作为对照，以便评定药物的作用强度。②弱阳性对照，即以药效较弱的老药作为对照。如果新药优于老药，并有显著意义，则可肯定新药的价值。3．随机：随机就是使每一个体在实验中都有同等的机会，随机遇而分组或接受处理。随机可减少许多难以控制的干扰因素，消除偏差。药理实验常用符号度量衡及剂量符号L（l），升dl，分升（10-1Lml，毫升（10-3Lμl，，微升（10-6Lkg，千克（公斤）g，dq（10-3kgmg，毫克（10-3gμg，，微克（10-6gng，纳克（10-9gpg，皮克（10-12gmol，摩尔mmol，毫摩尔（10-3mol）nmol，纳摩尔（10-9mol）μmol，微摩尔（10-6mol）cm，厘米10-2m，米μm，微米（10-6mmm，纳米（10-3mmmHg，毫米汞柱nm，纳米（10-9mPa，帕（1mmHg=133.3Pa）MmH2O，毫米水柱LD，致死量Kpa，千帕MLD，最小致死量LD50，半数致死量MED，最小有效量ED50，半数有数量IU，iu，国际单位U，u，单位M，克分子Ppm，百万分之一mEq，毫克当量N，当量用药途径符号id（ID）皮内注射SC（iH），皮下注射ip（IP），腹腔注射im（IM），肌肉注射iv（IV）静脉注射Iv（IVgtt），静脉滴注po（PO），口服，经口ig（IG）灌胃其他♂，雄性♀雌性X，均数SD，标准差SE，标准误±，加或减>，大于<，小于Bp，血压ECG，心电图OD，光亮度wt，体重vol，容量实验报告的写作撰写实验报告，是培养学生对科学工作的严肃态度和实事求是的工作作风。药理实验干扰因素较多，必须以客观的态度对实验的全过程进行观察比较、分析、综合。撰写报告要求文字简练，书写工整，措辞注意科学性和逻辑性。实验报告一般包括下列内容：(一)实验题目：(二)实验目的：(三)实验方法：当完全按照实验指导上的步骤进行时，也可不必重述。如果实验仪器或方法临时有所变动，或因操作技术影响观察的可靠性时，可作简短说明(四)实验结果：是实验报告中最重要部分，应将实验过程中所观察到的结果如实正确地记述。实验中的每项观察部位随时记在草稿上，实验告一段后立即加以整理，不可单凭记忆，否则容易发生错误或遗漏。(五)讨论：药理实验大量地是借助于现代医学的实验方法来进行的，但应清楚这仅是手段，目的是为了说明药物的治病原理。所以把实验中的现象，结果与理论课中的讲授进行联系时，应避免牵强附会的不科学的态度。如果出现与理论有出入的结果，应考虑和分析其可能的原因。(六)结论：结论是把实验结果进行分析，归纳得出的概括性的判断。验证的最终结论。要求措词简明、扼要、言之有据。实验内容一、药物剂量对药物作用的影响【目的】了解药物剂量与药物作用的关系。【材料】小白鼠、鼠笼、注射器及针头、小烧杯、天平、0.05%、0.4%和1%的戊巴比妥钠溶液。【方法】取小鼠3只，分别称重，标记，观察其一般活动状态和痛觉反应。分别腹腔注射不同浓度的戊巴比妥钠溶液：1号鼠5mg/kg（即0.05%的戊巴比妥钠溶液0.1ml/10g）；2号鼠40mg/kg（即0.4%的戊巴比妥钠溶液0.1ml/10g）；3号鼠100mg/kg（即1%的戊巴比妥钠溶液0.1ml/10g）；给药后随时观察各鼠的反应，注意其不同点。【思考题】药物的量效关系的如何表达？二、不同给药途径对药物作用的影响【目的】观察不同给药途径给予同等剂量的尼可刹米所引起药理作用的差别。【材料】 小鼠，体重20-25g，2%尼可刹米溶液，普通天平、鼠笼、1ml注射器、小鼠灌胃器【方法】取体重相近、性别相同的小鼠3只，以甲、乙、丙编号，分别称重，观察各鼠的一般情况依次给药：甲鼠以灌胃法给予尼可刹米0.2ml/10g（体重）；乙鼠以皮下注射法给予尼可刹米0.2ml/10g（体重）；丙鼠以腹腔注射法给予尼可刹米0.2ml/10g（体重）。每次给药后立即记下当时时间，密切观察小鼠的反应，当小鼠出现惊厥反应时，再记录时间。比较3只小鼠结果有无差别。并对结果进行分析讨论。【结果】把观察到的实验结果填入表中。鼠号性别体重剂量给药途径作用潜伏期最后结果甲乙丙【思考题】1.给药途径不同，为什么会影响药物作用？2.比较各种给药途径的优缺点。三、肝损伤对药物作用的影响（用家兔）【目的】观察肝功能损伤对戊巴比妥钠作用的影响。【原理】肝脏是药物代谢的主要器官，肝功能不全时以肝代谢为主的药物易发生蓄积中毒。四氯化碳是一种对肝细胞有严重毒性作用的化学物质，中毒动物常被作为中毒性肝炎的动物模型。本实验采用四氯化碳灌胃，造成肝功能不全的病理模型，观察肝功能对戊巴比妥钠催眠作用的影响。【器材】天平，1ml注射器，组织剪。【药品】25％四氯化碳(CCl4)油溶液，0.15％戊巴比妥钠(pentobarbitalsodium)。【动物】小白鼠。【方法】在实验前24h先取小鼠2只，25％四氯化碳油溶液灌胃0.1ml/10g造成肝损伤。实验时取给予四氯化碳的小鼠和正常小鼠各2只，均腹腔注射0.15％戊巴比妥钠0.2ml/10g，观察动物反应。记录各鼠翻正发射消失时间和恢复时间，并计算入睡时间和睡眠时间。解剖小鼠，观察动物肝脏外观有何不同。【结果】肝功能损伤对戊巴比妥钠作用的影响鼠号入睡时间睡眠时间肝脏外观【思考题】肝功能不全延长戊巴比妥钠作用的机制及其在临床用药上的意义。四、给药途径对药物作用的影响【目的】观察不同给药途径给予同等剂量的戊巴比妥钠所引起药理的差别。【原理】不同的给药途径其吸收率及吸收速度不一样，可直接影响药物作用的快慢、强弱及维持时间。巴比妥钠为镇静催眠药，不同给药途径影响其在药理作用的强度。【材料】动物：小鼠，体重20~25g。药物：0.25%戊巴比妥钠溶液。主要器材：普通天平、鼠笼、1ml注射器、小鼠灌胃管、小烧杯。【方法】取体重相近、性别相同的小鼠3只，以甲、乙、丙编号，分别称重，观察各鼠的一般情况，依次给药。甲鼠以灌胃法给予0.25%戊巴比妥钠0.2ml/10g（体重）乙鼠以皮下注射法给予0.25%戊巴比妥钠0.2ml/10g（体重）丙鼠以腹腔注射法给予0.25%戊巴比妥钠0.2ml/10g（体重）每次给药后立即记下当时时间，密切观察小鼠的反应，当小鼠出现翻正反射消失时，再记录时间。从给药到首次出现翻正反射消失的一段时间，为入睡开始时间（即药物作用的潜伏期）同时记录小鼠的清醒时间，从出现药效反应到药效消失，为药物作用持续时间。比较3只小鼠结果有无差别。并对结果进行分析讨论。【结果】把观察到的实验结果填入表中。鼠号给药途径入睡时间清醒时间睡眠时间甲乙丙【思考题】1.给药途径不同，为什么会影响药物作用？2.比较各种给药途径的优缺点。三、抗炎实验（耳片法）【目的】了解抗炎药评价常用的研究方法。观察二甲苯的致炎作用和糖皮质激素的抗炎作用。【材料】小鼠、打孔器、注射器、电子天平、二甲苯、5mg/ml氢化可的松溶液、生理盐水。【方法】1、小鼠四只，标记，称重，分组，分别腹腔注射下列药物：甲鼠：生理盐水0.1ml/10g，乙鼠：氢化可的松溶液50mg/kg(溶液0.1ml/10g)。2、30min后用二甲苯0.05ml涂抹每只鼠的右耳。3、2h后小鼠脱臼处死，分别取左右耳片，打孔器取相同部位打孔，电子天平称重。4、各鼠注射致炎剂以后的（右耳-左耳）/左耳重量，即为各鼠的肿胀度。【结果】全班收集数据，比较有无差异。组别体重剂量肿胀度空白组氢化可的松组【思考题】氢化可的松的抗炎特点？四、抗炎实验（足肿胀法）【目的】观察蛋清的致炎作用和糖皮质激素的抗炎作用。【材料】大鼠、皮尺、注射器、新鲜蛋清、氢化可的松溶、生理盐水。【方法】1、大鼠两只，标记，称重，分别腹腔注射下列药物：甲鼠：生理盐水10ml/kg，乙鼠：5mg/ml氢化可的松溶液(10ml/kg)。2、将甲、乙二鼠右踝关节的突起点处用圆珠笔划圈作为测量标志，皮尺记录测量处的周长。依次测定甲、乙二鼠右后足的正常体积。3、各鼠腹腔注射药后15min，从右后足掌心向掌跖关节方向进针，皮下注射新鲜蛋清0.1ml（注：蛋清为异种蛋白质，注入大鼠足跖内，可引起局部急性炎症，使局部组织肿胀）4、注射蛋清后30min、60min、90min，分别测量右后足的周长。各鼠注射致炎剂以后的体积减去正常的体积，即为各个时间的右后足肿胀度。【结果】组别体重剂量正常体积注射蛋清后右后足的肿胀度30min60min90min空白对照组氢化可的松组【思考题】糖皮质激素的抗炎作用机制五、动脉血压调节和药物对血压的影响及失血性休克【目的】①学习家兔血压的测定方法②学习失血性休克造模方法③观察去甲肾上腺素、肾上腺素、多巴胺等药物对家兔血压的作用。【材料】家兔、150iu/ml肝素，生理盐水溶液，0.001%酒石酸去甲肾上腺素溶液，0.001%盐酸肾上腺素溶液，3%戊巴比妥钠、0.01%盐酸多巴胺溶液、0.001%硫酸异丙肾上腺素溶液、0.01％酚妥拉明溶液、BL-420E生物信息采集与处理系统，哺乳类动物手术器械一套、玻璃分针、注射器、（2ml、50ml各1付）滴管、气管插管、动脉插管、动脉夹、保护电极、血压换能器。【方法】1、麻醉与手术取家兔一只称重，用3%戊巴比妥钠（1ml/kg耳缘静脉注入。麻醉后将家兔仰卧固定于兔台上，颈部剪毛，作正中切口。分离气管并插管；分离迷走神经、颈静脉和双侧颈总动脉，穿线备用。一侧颈总动脉插管，与压力换能器连接．腹股沟内侧剪毛，作长约5cm切口，分离股动脉和股静脉，股动脉插管，以备放血用。股静脉插管，供输液用。2、仪器调试压力换能器联接于ＢＬ－420E机能系统的第一通道．打开计算机，从生物机能实验系统BL-420E软件主界的“实验项目”菜单中选择“循环实验”的“动脉血压调节”项，选定后监视既开始。记录前根据实验要求适当调整各参数。【结果】（—）用动脉夹夹闭右颈总动脉，阻断血流15秒钟，观察血压、心率及心跳节律的变化。（二）观察拟肾上腺素药的作用１、经耳缘静脉注入肾上腺素0.15ml/kｇ体重，观察血压、心率及心跳节律的变化。２、经耳缘静脉注入去甲肾上腺素0.15ml/kｇ体重，观察血压、心率及心跳节律的变化。３、经耳缘静脉注入异丙肾上腺素0.15ml/kｇ体重，观察血压、心率及心跳节律的变化。（三）α受体作用分析经静脉注入α肾上腺素能受体阻滞剂1%的酚妥拉明0.2ml/kｇ体重，观察动脉血压的变化。3—5分钟后，重复（二）项的1、2、3，剂量同前。观察血压变化和心率与前者有何不同。（四）β受体作用分析经静脉注入β肾上腺素能受体阻滞剂普萘洛尔0.5ml/kｇ体重，观察血压、心率及心跳节律的变化。5—１０分钟后，重复（二）项的1、2、3，观察血压、心率及心跳节律的变化。（五）观察拟胆碱药的作用经静脉注入0.001%乙酰胆碱溶液0.1ml/kｇ体重，观察血压、心率及心跳节律的变化。（六）M受体作用分析经静脉注0.01%硫酸阿托品溶液0.1ml/kｇ体重，观察动脉血压的变化。5—１０分钟后，重复第（五）项，观察血压、心率及心跳节律的变化与前者有何不同。（七）结扎右侧经迷走神，刺激迷走神经外周端，观察血压和心率有何变化。（八）失血性休克模型复制首先观察血压、心率、心律、心音情况，记录并填入下表。然后，从股动脉放血（大约为估计血量的２０％），致血压下降到40mmHg，停止放血，观察并记录上述指标的变化，并填入下表。（九）失血性休克的抢救静脉输入放血量２倍的生理盐水，观察血压及心率等改变，填入下表。表4失血性休克前后心、血管功能及呼吸变化血压（kPa）心率（次/分）心律心音强弱（次/分）呼吸（次/分）放血前放血后抢救后（十）静脉输入0.01%硫酸异丙肾上腺素0.1ml/kｇ体重，观察血压及心律变化，经耳缘静脉输入2.5%酚妥拉明0.2ml/kｇ体重观察血压及心率变化。【注意事项】1、麻醉应适量。2、手术过程中应尽量避免出血。分离神经时应特别仔细，操作要轻，勿过度牵拉。以免损伤神经。3、每观察一个项目，需待血压基本恢复正常后，再进行下一个项目的观察。4、实验过程中应经常观察动物的状态（如呼吸、肢体运动等）。5、颈动脉插管口以靠远心端为宜，以便断裂后可在近心侧重插。实验中应注意保护颈动脉插管，以免家兔挣扎弄破血管壁。6、用药浓度和剂理要求准确，以免效果不佳。7、插管所用的塑料管均应肝素化，以防止凝固。【思考题】1、比较本实验所用各药物对心血管作用的特点及阻断药的作用。2、失血性休克的主要病理生理变化及机制。六、药物对家兔离体肠平滑肌的作用【目的】学习离体平滑肌器官的实验方法；观察乙酰胆碱、阿托品、氯化钡等药物对家兔离体肠平滑肌的作用。【材料】家兔、乙酰胆碱溶液（1:10万）、0.1%硫酸阿托品溶液、1%氯化钡溶液、台氏液、恒温平滑肌槽、张力换能器、电脑、打印机、木槌、小剪刀、小镊子、培养皿等。【方法】1、取家兔一只，以木槌击其枕骨部处死，立即打开腹腔，找到回盲部，剪取回肠，置盛有冷台氏液的培养皿中，沿肠壁分离并剪去肠系膜，将肠管剪成数段，轻轻压出肠内容物，用冷台氏液冲洗肠管，再换冷台氏液，最后将肠管剪成2～3cm的小段备用。2、将平滑肌槽右侧的排液口和排水口均置于关闭状态；在恒温平滑肌槽内添加足够量的蒸馏水，水量达到建议水位线；接通电源，开启开关，此时数码管和加热指示灯快速闪烁，表明系统尚未处于加热状态；当确认水域内加水后，轻按温度设定旋钮，系统进入加热状态；设定实验温度；按下自动加液按钮，将营养液从预热筒加到实验筒；调节气量调节阀，保证在加热过程中有较大的气泡对药液进行搅拌；待温度达到设定温度后放入实验样本。3、打开电脑，点击桌面中BL-410图标，进入主菜单，点击生理药理项，选择消化系统平滑肌实验。4、待肠管稳定10分钟左右，记录一段正常活动曲线，然后用注射器依次向麦氏浴槽中滴加药液。每加一组药时立即标记，并观察、记录收缩幅度。（1）加入1:10万乙酰胆碱溶液0.2ml（2μg），观察并记录其收缩幅度，待收缩到最高点时，立即加入0.1%硫酸阿托品0.1ml。结果如何？为什么？（2）待平滑肌收缩曲线稳定后，再加入1:10万乙酰胆碱溶液，剂量同（1），并与结果（1）相比较，有何不同？（3）用台氏液换洗3次，加入1%氯化钡溶液1ml，结果如何？待作用至最高点时，加入0.1%硫酸阿托品溶液0.1ml，结果如何？为什么？【结果】整理所纪录的曲线，选择典型曲线，并打印出来。【讨论】通过实验讨论药物对离体回肠平滑肌的作用。【注意事项】1、水域内无水时严禁加热；2、使用后请用清水冲洗放药液的小筒，防止放液筒被药液腐蚀或出气嘴被残留物堵塞；3、设备每次使用后，请将水域内的水排放干净4、冲洗和分离肠管时动作应轻柔，尽量避免牵拉肠管。肠管两端穿线时，切勿将肠管缝死，只需穿过一层肠壁。5、台氏液应保持在37±0.5°C，换液时，台氏液亦应376、加药时不要把药液直接加到回肠上，以免影响结果。【思考题】通过实验讨论药物对离体肠平滑肌的作用机理。七、药物的利尿作用【目的】学习利尿药的实验方法，观察利尿药对尿量的影响。【材料】家兔1只、3%戊巴比妥钠、1%呋噻米、50%葡萄糖、2ml、20ml注射器、50ml烧杯、膀胱漏斗、10ml量筒。【方法】1、取家兔1只，称重，用水灌胃30ml/kg，30min后，用3%戊巴比妥钠1ml/kg经耳缘静脉注射麻醉,背位固定于兔台上。于耻骨联合前正中切开腹部皮肤4～6cm，暴露膀胱。结扎尿道内口，在膀胱游离部作荷包缝合，然后剪开小口插入膀胱漏斗并固定。记录正常10分钟尿量。2、静脉注入下列各药：50%葡萄糖2.5ml/kg,呋噻米0.5ml/kg，观察并记录各药给药后10min尿液滴数及尿量。【结果】将实验结果填入下表药物的利尿作用药物尿滴次数尿液量给药前50%葡萄糖呋噻米【思考题】根据实验结果讨论速尿的药理作用。八、热板法观察药物的镇痛作用【目的】学习热板法镇痛实验方法；观察吗啡的镇痛作用。【材料】小鼠，雌性，体重18～22g、0.1%盐酸吗啡(morphinehydrochloride)、生理盐水、1ml注射器、鼠笼、天平、YLS-6A智能热板仪。【方法】1、开机，设定温度，按动“升温”或“降温”按钮进行调整，当温度设定好后仪器自动进入调温阶段，达到设定值后，即可进行实验。2、小鼠的选择及正常痛阈的测定取小鼠10只，拿掉热板仪上的有机玻璃罩，将小鼠后足贴于热板上，在放上的同时按“计时”按钮开始计时，待小鼠舔后足时再按一下“计时”按钮时间锁定，其时间为其痛阈值，记录其痛阈值。凡在30秒内不舔足或逃避者弃置不用。取筛选合格的小鼠8只，随机分为2组，各鼠编号后重复测其正常痛阈值一次，将所测两次正常痛阈平均值作为该鼠给药前痛阈值。3、给药及给药后痛阈值测定按0.1ml/10g腹腔注射给药，第1组给予0.1%盐酸吗啡溶液，第2组给予生理盐水作为对照。给药后15min、30min后、45min、60min各测小鼠痛阈值1次。若放入热板仪60秒仍无反应，应将小鼠取出，痛阈值以60秒计。4、实验完毕后，按下列公式计算不同时间的痛阈提高百分率：给药后平均痛阈值–给药前平均痛阈值痛阈提高百分率（％）=———————————————————×100％给药前平均痛阈值【结果】药物对小鼠的镇痛作用组别动物数给药前平均痛阈值（秒）痛阈提高（％）15min30min45min60min空白对照组吗啡组【注意事项】1、清理动物粪尿时不要用大量水沖洗避免渗漏到仪器山内部造成损害；2、热板仪温度升至较高温度时使用中应注意避免烫伤；3、小鼠以雌性为好，因雄性小鼠受热后阴囊松弛触及热板，易致过敏反应。4、室温对本实验有一定影响，以15～20ºC为宜，过低小鼠反应迟钝，过高则小鼠过于敏感易引起跳跃，影响结果准确性。5、小鼠放入热板后易出现不安、举前肢、舔前足、踢后肢等现象，这些动作不能作为疼痛指标，只有舔后足才作为疼痛指标。【思考题】吗啡的镇痛机理？九、压痛法观察药物的镇痛作用【目的】学习镇痛实验压痛法，观察阿司匹林、吗啡(或哌替啶)的镇痛作用。【原理】对大鼠鼠爪（尾）进行施压，通过测量大鼠鸣叫（疼痛反映）的时间来测量大鼠的疼痛效果。【器材】鼠笼，小动物电子秤(或天平)，注射器，YLS-3E电子压痛仪。【药品】0.1%盐酸吗啡(morphinehydrochloride)或0.4%盐酸哌替啶(pethidinehydrochloride)，1%阿司匹林(aspirin)，生理盐水。【动物】大鼠，体重40～50g。【方法】接通压痛仪电源，开启开关；按动“时钟”键，用“+”、“-”号键依次设定年、月、日、时、分；取大鼠6只，称重，按动“分组”键完成分组，分别为吗啡组、阿司匹林组和生理盐水组，选择压头（尖型或扁型），调整压头与支座之间的距离。观察每组动物的正常活动情况，1组大鼠腹腔注射0.1%吗啡0.1ml/10g，2组腹腔注射1%阿司匹林0.1ml/10g，3组注射等容量的生理盐水。20min后，开始使用压痛仪测试，抓住测试动物，将其后爪或尾放在压头下，按动“运行”键，再按动“开始”键或脚踏开关，压体自动下行施压，当动物出现疼痛反应时再次按动“开始”键或脚踏开关，压体回位，显示屏显示施压数据，读数，准备下一次测试。汇总各组实验结果，记于下表内，并依照下列公式计算药物镇痛百分率或抑制百分率。【结果】药物对压痛法所至大鼠鸣叫时间的影响鼠号注射药物鸣叫时间【注意事项】1.使用过程中，应使力臂尽量水平，整个实验中尽可能只用“水平调整螺丝1次”；2.压头与支座之间的距离以能自由放入爪或尾为佳【思考题】1.阐述吗啡镇痛作用的机制及其用途。2.比较阿司匹林与吗啡在镇痛作用上的异同点？十、药物对小鼠胃肠道运动的影响【目的】测定炭末在胃肠道的移动速度，现察药物对胃肠道运动功能的影响。【原理】动物小肠平滑肌由很厚的环行肌层和很薄的纵行肌层组成，在肠内容物向肛端推进运动中，环行肌的收缩占主要作用。小肠任一点受到食物刺激时，刺激点的上方发生收缩，下方发生舒张，使食团向大肠方向移动，从而形成肠蠕动。正是由于肠肌的这种规律径运动，产生了食糜由小肠向大肠的推进运动。有些药物可作用于肠道平滑肌导致肠运动的增强或减弱，从而影响小肠的推进运动功能。【材料】小鼠、注射器、小鼠灌胃针头、剪刀、镊子、直尺、0.1g/ml炭末生理盐水混悬液、0.2g/ml炭末硫酸镁混悬液。【方法】取禁食24小时的小鼠6只，称重、标记、分组。甲组小鼠灌服0.1g/ml炭末生理盐水混悬液：乙组小鼠灌服0.2g/ml炭末硫酸镁混悬液。灌服炭末约20分钟后，用颈推脱臼法将动物处死，剖开腹腔。将消化管自贲门至直肠末端完全摘出；不加牵引铺平，测其全长和炭末的前沿至贲门的距离，计算算每只小鼠炭末移动的距离与胃肠道全长的百分比。【结果】按下式计算，并汇集全班结果，取均值及标准差进行比较。【注意事项】1．动物必须事先禁食1日。、2．灌服炭木和处死动物的间隔时间必须准确，否则对实验结果影响较大。·3．取肠道要避免牵拉，否则影响测定长度的准确性。【方法评价】研究胃肠推进运动时，常安放一种示踪物质在肠腔内并追踪它的前进，观察一定时间内该物质在胃肠推进的距离。这种方法简单、安全，但仅测量了物质在胃扬道中总的通过情况，不能得到有关收缩形式等细节，而且实验完成时必须杀死动物。近年来，研究胃肠道平滑肌的电活动，以胃肠肌电作为平滑肌活动的指标，是比较活跃的研究方法。十一、士的宁的LD50测定【概述】半数致死量（LD50）测定半数致死量（lethaldose50,LD50）是指半数实验动物死亡的剂量。由于在实验条件下难以找出恰好使一半的实验动物死亡的剂量，因此将动物分成若干组，每组给予不同剂量（按等比级数），使其产生不同的死亡百分率，再以统计方法求出LD50及其相关的统计量。由于LD50的测定较简单、可靠，而且稳定，现已成为标志动物急性中毒程序的重要参数。LD50有很多种计算方法，其中公认最精确而且新药审批推荐使用的为Bliss法，为一种几率单位逐步加权直线回归法，其特点是严谨精确，步骤周密，实用性强，提供的信息量大（除LD50外，尚有LD5和LD95等）。但计算过程繁琐复杂，无计算工具难以进行，利用微机及有关软件处理，则迅速而方便。在教学中常用的有改良寇氏法、简化几率单位法、新查算表法和序贵法等。现将基本要求叙述如下。动物：常选用体重18-22g的健康小鼠（同次试验体重相差不超过4g）；也可用大鼠，体重一般为120-150g（同次试验体重相差不超过10g）。所选用动物应雌雄各半，并为符合国家规定的等级动物。给药途径和给药容量：要求使用两种给药途径，其中一种必须是临床给药途径，无法用注射液途径给药的制剂，可考虑只用胃肠道给药。一般用不等浓度等容量给药，常规给药容量为：小鼠灌胃为0.2~0.4ml/100g（体重）。大鼠灌胃为1-1.5ml/100g（体重），腹腔注射、皮下注射和静脉注射为0.5-1ml/100g（体重）。特殊情况另作说明。剂量与分组：正式实验前均应先用少数动物进行预试试验，测出该受试药物引起0和100%死亡率的剂量范围，然后才进行正式试验。小动物一般4-6个剂量组，各